К какому подцарству относятся клубеньковые бактерии: Азотфиксирующие бактерии | справочник Пестициды.ru

Содержание

Азотфиксирующие бактерии | справочник Пестициды.ru

Азотофиксирующие бактерии Rhizobium на корне люцерны

Азотофиксирующие бактерии Rhizobium на корне люцерны


Зеленые растения не способны питаться азотом, поглощая его в чистом виде из атмосферного воздуха или почвы. Денитрифицирующие бактерии выделяют азот из органических соединений и переводят его в чистый азот атмосферы. Тем самым они делают его недоступным для растений. В противовес им азотфиксирующие микроорганизмы, в основном бактерии, связывают атмосферный воздух в органических соединениях и делают его доступным для растений. Таким образом, поддерживается баланс азота в природе[4].

К азотфиксирующим бактериям относятся: клубеньковые бактерии, некоторые актиномицеты, цианобактерии. Азотофиксаторы установлены во многих родах бактерий:

Bradyrhizobium, Pseudomonas. Имеются данные о способности бактерий одних и тех же видов, в зависимости от условий развития, осуществлять два диаметрально противоположных процесса – азотфиксацию и денитрификацию[3].

Клубень азотфиксирующих актиномицетов
рода Frankia alni, прикрепленный к корням ольхи.

Клубень азотфиксирующих актиномицетов


рода Frankia alni, прикрепленный к корням ольхи.

Клубеньковые бактерии

Клубеньковые бактерии – одна из самых изученных групп азотофиксирующих бактерий. В настоящее время их относят к роду Rhizobium, а видовые названия обычно соответствуют названию того растения, из клубеньков на корнях которого, выделены бактерии. В частности,

Rhizobium trifolii – растение-хозяин клевер, Rhizobium phaseoli – растение-хозяин фасоль, Rhizobium leguminosarum – растение-хозяин горох. Это объясняется видоспецифичностью клубеньковых бактерий[3].

Существование клубеньковых бактерий является примером мутуалистических (взаимовыгодных) симбиотических взаимоотношений, относящихся к типу эндосимбиозов, при котором клетки микроорганизмов находятся в клетках и тканях макроорганизма[3].

Клубеньковые бактерии – грамотрицательные подвижные палочки в свободном состоянии и в молодых клубеньках. При дальнейшем развитии они приобретают неправильную форму и превращаются в разветвленные, булавовидные или сферические бактероиды. На этой стадии происходит фиксация молекулярного азота[3].

Клубеньковые бактерии являются микроаэрофильными микроорганизмами, способными развиваться при низком парционном давлении кислорода в среде. Они хемотрофы, гетеротрофы (хемогетеротрофы), часто нуждаются в факторах роста (витаминах): тиамине, пантотеновой кислоте, биотине. Оптимальная температура роста – +24°C–+26 °C

[3].

Обычно клубеньковые бактерии существуют в почве свободно, их количеств зависит от типа и характера почвы, предшествующей сельскохозяйственной обработки. Характерно, что в свободном состоянии, то есть, находясь в почве, данная группа бактерий не способна фиксировать азот из атмосферы, а использует связанный азот[3].

Симбиотическая связь растения и клубеньковых бактерий устанавливается в фазе прорастания семян. При их развитии корни выделяют органические питательные вещества, стимулирующие размножение ризосферных микроорганизмов, в том числе клубеньковых бактерий. Их почвы клубеньковые бактерии проникают в корень через корневые волоски[3].

В корневой волосок проникает сразу несколько бактерий. Процесс проникновения сопровождается инвагинацией мембраны корневого волоска. Это приводит к образованию трубки (инфекционной нити), выстланной целлюлозой, вырабатываемой клетками растения-хозяина. В ней располагаются интенсивно размножающиеся бактерии. Инфекционная нить проникает в кору корня, проходит через ее клетки. Клубенек развивается при достижении инфекционной нитью тетраплоидной клетки ткани коры. Одновременно наблюдается полиферация тетраплоидной клетки и соседних диплоидных клеток коры. Индуцирует пролиферацию индолилуксусная кислота – растительный гормон, синтезируемый клубеньковыми бактериями.В конце периода роста растения-хозяина часто наблюдается полное исчезновение бактерий из клубеньков в связи с их отмиранием. Вещества отмерших клеток поглощает растение-хозяин

[3].

Для обогощения почвы клубеньковыми бактериями в промышленных масштабах производятся специализированные препараты, содержащие клубеньковые бактерии. Они используются для предпосевной обработки семян бобовых[3].

Многообразие азотфиксирующих бактерий

Кроме клубеньковых бактерий способностью к азотофиксации обладают многие другие микроорганизмы:

  1. Бактерий рода Bradyrhizobium – вступают в эндосибиотические мутуалистические взаимоотношения с бобовыми растениями тропического и иногда умеренного пояса. Все штаммы бактерий данного рода обнаруживают сроство к определенному кругу хозяев. В частности, вторая по экономической значимости сельскохозяйственная культура в США соя – формирует симбиоз с бактериями вида Bradyrhizobium japonicum. Также как и клубеньковые бактерии, Bradyrhizobium образуют клубеньки, в которых клетки бактерий имеют неправильную раздутую форму (бактероиды) и продуцируют нитрогеназу – фермент, способствующий фиксации азота[3].
  2. Актномицеты рода Frankia. Хозяевами актиномицетов-симбиотов выступают более 200 видов двухдольных древесных растений, принадлежащих к восьми семействам, в числе которых ольха, облепиха, стланик, казуарина. На корнях растений в результате симбиоза с актиномицетами образуются клубеньки, достигающие в диаметре 5 см. Актиномицеты проникают в корни через корневые волоски и образуют клубеньки. В них также как и у бобовых образуется леггемоглобин, защищающий нитрогеназу от избытка молекулярного кислорода. Химизм фиксации азота актиномицетами аналогичен подобному процессу у клубеньковых бактерий, но более экономичен с точки зрения расхода АТФ. Кроме того, актиномицеты рода
    Frankia
    способны к азотфиксации в свободноживущем состоянии, без контакта с растением[3].
  3. Бактерий родов Chromatium и Klebsiella вступают в эндосимбиоз с тропическими растениями Peretta и Psichoteria, образуя на их листьях клубеньки в которых осуществляется фиксация азота[3].
  4. Цианобактерии – это многоклеточные организмы, отдельные клетки которых, в условиях отсутствия связанного азота, преобразуются в специализированные формы – гетероцисты. В них происходит фиксация атмосферного азота. В гетероцистах нитрогеназа защищена от ингибирующего действия молекулярного кислорода дополнительными поверхностными оболочками. Цианобактерии способны образовывать симбиозы с широким кругом растений, включая покрытосеменные, голосеменные, папоротники, мхи и даже одноклеточные морские диатомовые водоросли. Наиболее изучен эндосимбиоз цианобактерий
    Anabaena azollae
    с водным папоротником Azolla, у которого цианобактерии содержаться в полостях листьев, растущих на поверхности стоячих вод[3].

Бактерии рода Pseudomonas, обитающие в ризосфере различных растений, способны фиксировать молекулярный азот. Азотфиксирующие свойства выявлены у штаммов P. saccharophila, P. dеlafieldii, P. aurantiaca и др.

 

Клубеньковые бактерии — симбиоз, свойства

Клубеньковые бактерии относятся к роду Rhizobium. Они обладают свойством фиксировать азот из атмосферного воздуха и синтезировать органические азотсодержащие соединения. Эти микроорганизмы образуют на корнях некоторых бобовых растений клубеньки, вступая в симбиоз. Данные бактерии переводят азот в соединения, легко доступные для усвоения растениями, а цветковые растения, в свою очередь, являются источниками питательных веществ для клубеньковых бактерий. Также данный вид бактерий является важным звеном в процессе обогащения почвы азотом.

После проникновения в корневой волосок бактерии вызывают интенсивное деление клеток корня, в результате чего появляется клубенек. Сами бактерии развиваются в этих клубеньках на корнях, участвуя в ассимиляции азота. Там они трансформируются в разветвленные формы – бактероиды, поглощающие молекулярный азот, аммонийные соли, аминокислоты, нитраты. В качестве источника углерода клубеньковые бактерии используют моносахариды, дисахариды, спирты, органические кислоты.

Клубеньковые бактерии имеют размеры от 0,5 до 3 мкм. Они не образуют спор, подвижны, грамотрицательны. Нуждаются в доступе кислорода для нормального протекания обменных процессов. В лабораторных условиях колонии клубеньковых бактерий хорошо растут при температуре 25 градусов на плотных средах. Они имеют характерную округлую форму, слизистой консистенции, прозрачные.

Клубеньковые бактерии обитают на корнях у 10% растений из семейства бобовых. Причем разные виды бактерий развиваются на корневой системе определенных высших растений. У вики, кормовых бобов, гороха — Rh. Leguminosarum, у донника, люцерны — Rhizobium meliloti, у сои — Rh. Japonicum, у клевера — Rh. Trifolii. Если корни бобовых отмирают, а клубеньки разрушаются, клубеньковые бактерии не погибают, а ведут образ жизни сапрофитов.

Эти бактерии поглощают из атмосферного воздуха до 300 кг азота на 1 га, при этом в ходе их жизнедеятельности в почве остается более 50 кг азотсодержащих соединений. Чтобы повысить количество клубеньковых бактерий в почве и, соответственно, урожайность культурных бобовых растений, при посадке семян добавляют бактериальное средство – нитрагин, то есть искусственно заражают семена бобовых клубеньковыми бактериями.

href=

Симбиоз клубеньковых бактерий и бобовых растений

Понятие симбиоза клубеньковых бактерий с растениями

Азот находится в составе земной атмосферы в большом количестве ($72\%$), но он нейтрален (абсолютно недоступен для усвоения растениями).

$10\%$ растений семейства Бобовых вступают в симбиоз с бактериями (обнаружены бактерии и на корнях ольхи семейства Берёзовых).

Клубеньковые бактерии относятся к роду Rhizodium. Их основное свойство — способность фиксировать молекулярный азот из атмосферного воздуха и синтезировать органические азотсодержащие соединения. Эти бактерии, вступая в симбиоз с бобовыми растениями способны образовывать на их корнях клубеньки. Они переводят газообразный азот в соединения, легко доступные для усвоения растениями, а цветковые растения, в свою очередь, поставляют питательные вещества для бактерий. Так же данный вид бактерий играет важную роль в процессе обогащения грунта азотом.

Размер клубеньковых бактерий $0,3 — 3$ мкм. Имеют округлую форму, слизистую консистенцию, прозрачные. В отличие от других бактерий они не образуют спор, способны двигаться и для нормальной жизнедеятельности им необходим кислород.

Проникнув в корневой волосок растения бактерии стимулируют интенсивное деление клеток корня, вследствие чего и образуется клубенёк. Сами же бактерии развиваются в этих клубеньках и участвуют в процессе ассимиляции азота. Там они трансформируются, приобретая разветвлённую форму — бактероид, который и поглощают молекулярный азот, нитраты, аминокислоты и аммонийные соли. Как источник углерода для клубеньковых бактерий служат моно- и дисахариды, органические кислоты, спирты.

Растенияже поставляют бактериям жизненно необходимые питательные органические вещества. Такая форма симбиоза позитивно отражается на обоих организмах — симбионтах:

  • бактерии получают возможность нормально пройти свой цикл развития;
  • растение развивается нормально, получая в достаточном количестве самый необходимый минеральный элемент питания — азот.

Готовые работы на аналогичную тему

Замечание 1

Такой источник питания растений называют биологическим, а бобовые растения — культурой, обогащающей почву (по К.А. Тимирязеву).

В отличии от большинства растений, бобовые не только не обедняют почву, но и ещё и обогащают её соединениями азота. Обогащение происходит во время выращивания бобовых растений (люпин, горох, соя, клевер, люцерна, вика, донник) и при дальнейшем разложении их корней и листьев.

После отмирания корней бобовых растений клубеньковые бактерии не гибнут, а ведут сапрофитный образ жизни.

Клубеньковые бактерии способны поглощать из атмосферного воздуха до $300$ кг азота на $1$ гектаре посевов бобовых, и при этом в почве ещё остаётся более $50$ кг азотосодержащих соединений.

Замечание 2

Разные формы бактерий имеют специфическую предрасположенность к развитию на корнях определённых представителей бобовых: Rhizodium Leguminosarum – у гороха, кормовых бобов, вики; Rh. Meliloti — у донника, люцерны; Rh. Japonicum — у сои; Rh. Trifolium — у клевера.

Значение и перспективы симбиоза бактерий и бобовых растений

Этот тип симбиоза очень важен в природе и, особенно, во время выращивания растений, потому что обеспечивает их повышенную питательность и урожайность, а одновременно — обновление почвы и повышение её плодородия.

Бобовые растения являются основой современного альтернативного земледелия — без использования удобрений или же с внесением их в незначительных дозах.

К.А. Тимирязев отметил, что бобовые растения проникли всюду, куда только достигают здравые сельскохозяйственные понятия. Но вряд ли найдётся в истории много открытий, которые бы оказались такими полезными для человечества, как использование клевера и вообще бобовых растений в севообороте, чтобы иметь возможность так разительно увеличивать продуктивность сельского хозяйства.

Бобовые растения в наше время широко культивируются во всём мире. Значение их велико и будет оставаться таковым и даже возрастать, так ка они — источник экологического и экономического (фактически бесплатного) азота.

В $XXI$ столетии при наличии высокоразвитых технологий производства минеральных удобрений (важнейшие из них — азотные), до двух третей азота, использованного в мировом сельском хозяйстве, поступает из биологических источников, в основном за счёт бобовых растений и их симбионтов — клубеньковых бактерий-азотфиксаторов. Именно в в клубеньках происходит наиболее важная для симбиоза биохимическая реакция: оновление молекулярного азота воздуха до нитратов, а потом — до аммония.

Используя результаты современных исследований взаимоотношений бактерий-симбионтов с растениями микробиологи предложили на перспективу важное задание — определение путей создания сообществ для улучшения минерального питания растений биологическим азотом. Этот симбиоз является системой с разными взаимодействиями, большинство из которых связано с повышением генетической пластичности организмов, что и может привести даже к появлению принципиально новых форм жизни. Такую возможность природе предоставляет симбиоз, и это является существенной составляющей частью нового современного учения о симбиозе.

Замечание 3

С целью повышения количества клубеньковых бактерий и, соответственно, урожайности бобовых культур, при посеве в почву добавляют специальное бактериальное средство — нитрагин (происходит искусственное заражение семян клубеньковыми бактериями.

Типы питания

Здравствуйте, уважаемые читатели блога репетитора биологии по Скайпу biorepet-ufa.ru.

В этой статье рубрики «Из диалогов в комментариях» собраны вопросы читателей  и мои ответы на них по типам питания. Хотя все организмы по типу питания относят к автотрофным или гетеротрофным, но не для всех форм жизни всё выглядит так «прозрачно». А вопросов в заданиях ЕГЭ или ОГЭ по типам питания бывает не мало.

Самой хорошей базой для подготовки к сдаче экзаменов по биологии, кроме изучения учебников,  является Открытый банк заданий ФИПИ, включающий тесты  КИМов за все прошлые годы сдачи  ЕГЭ  и  ОГЭ (ГИА) в нашей стране.

1. Ольга: Встретила такой вопрос на соотнесение. Азотфиксирующие клубеньковые бактерии являются автотрофами или гетеротрофами? Хемосинтез есть — обычно относим к авто-. Но от растений они берут органику в симбиозе, то есть по типу добывания углерода потребители получается. Если бы разговор был о свободноживущих ризобиях, даже не сомневалась бы в автотрофности. А тут подрастерялась.

Б.Ф.: Правильно, Ольга, что «подрастерявшись» написали мне этот комментарий. Думаю, что ваш вопрос может быть непонятен многим.
Ни при каких условиях азотфиксирующие бактерии (бактерии, имеющие фермент нитрогеназу, за счет которого они и способны «разрушить» мощнейшую тройную ковалентную связь в молекуле N2), находясь  в ризосфере растений или уже внедрившись в корни бобовых и образовав клубеньки — не способны к автотрофии. Видимо Вы спутали азотфиксаторов с нитрификаторами. Нитрификаторы — действительно хемотрофы: берут энергию для связывания СО2 за счет окисления нитратного азота в нитритный.
Азотфиксация же, усвоение молекулярного азота воздуха — это глобальнейший их процессов на Земле, сравнимый по значимости лишь с фотосинтезом, требует для своего осуществления огромного количества энергии в связанной форме. Лучшим источником энергии для азотфиксаторов, как яркого примера гетеротрофного питания, являются углеводы. Поэтому бактерии-азотфиксаторы могут хорошо «работать» только вблизи растений (в их ризосфере, где выделяется растениями много углеводов) или внутри растений (в клубеньках).

Ольга: Понятно, не хватило времени и усилий подтянуть теорию по вопросу. Спасибо, предельно понятно. Надеюсь, с ЕГЭ не разойдемся. Но еще почитаю…

2. Анна: У меня такой вопрос. Если всем растениям необходимы азотные удобрения, то они все могут фиксировать азот? Думала, что это привилегия только бобовых с их клубеньковыми бактериями.

Б.Ф.: Никакие растения, ни бобовые, ни растения других семейств не способны фиксировать азот (имеется в виду использовать для питания атмосферный азот N2). Все растения питаются уже связанными формами азота: нитратным азотом или аммонийным азотом. Из воздуха способны усваивать азот только некоторые (их очень мало видов) азотфиксирующие бактерии. Таковыми являются симбиотические клубеньковые бактерии, селящиеся в корнях бобовых растений, и различные свободноживущие бактерии-азотфиксаторы, заселяющие зону вблизи корней любых растений (ризосферные бактерии).
Симбиотическая фиксация N2 более эффективный процесс, чем фиксация N2 ризосферными бактериями, поэтому бобовые растения меньше требуют для жизни затрат почвенного минерального азота, чем не бобовые. При выращивании бобовых в агроценозах, они, соответственно, будут требовать меньших доз азотных минеральных удобрений, чем, например, злаковые растения.

3. Светлана: Помогите мне разобраться с бактериями. Какие куда следует отнести. Меня интересуют клубеньковые, азотобактер, нитрифицирующие. Мои мысли: нитрифицирующие однозначно хемосинтетики, клубеньковые симбионты скорее автотрофы (аминоавтотрофы), азотобактер свободноживущие (аминоавтотрофы) значит клубеньковые и азотобактер автотрофы.

Б.Ф.: Да, Вы правы, что нитрифицирующие бактерии — это автотрофные бактерии (хемосинтетики).
Но клубеньковые бактерии и азотобактер — это ГЕТЕРОТРОФНЫЕ организмы, способные к фиксации атмосферного азота N2. Азотфиксация — очень энергоемкий процесс, требующий больших количеств легкодоступных органических веществ — углеводов в качестве источника энергии. Эти углеводы клубеньковые бактерии получают в необходимом количестве за счет фотосинтеза растений, находясь непосредственно внутри клубеньков корней бобовых растений. Свободноживущему азотобактеру тоже необходимо огромное количество углеводов, поэтому он будет активно размножаться и фиксировать азот атмосферы только вблизи корней растений (в их ризосферной зоне), куда поступают продукты фотосинтеза.
Лишь с точки зрения питания азотом  азотфиксаторы — аминоавтотрофы. А с точки зрения деления всех организмов на автотрофов (способных самим создать органические вещества из неорганических) и гетеротрофов (нуждающихся в готовых органических веществах как источнике углерода и энергии), нитрификаторы — автотрофные (хемотрофные) организмы, а клубеньковые бактерии и любые другие азотфиксирующие (фиксирующие молекулярный азот воздуха N2) бактерии — гетеротрофные организмы.

4. Елена: Борис Фагимович, помогите разобраться с вопросом. Каково биологическое значение хемосинтеза?
а) разрушение горных пород
б) снижение концентрации СО2 в атмосфере
в) очищение сточных вод
г) образование полезных ископаемых.
Даже не знаю, что и выбирать… с одной стороны, железо- и серобактерии накапливают в своих клетках в процессе хемосинтеза соединения железа и серы, способствуя «образованию полезных ископаемых». С другой стороны, серобактерии, разлагающие сероводород, применяют для очистки сточных вод. И вот еще нашла такую информацию: «Серобактерии способствуют постепенному разрушению и выветриванию горных пород вследствие образования ими серной кислоты, являются причиной порчи каменных и металлических сооружений, выщелачивания руд и серных месторождений». А ответ то нужен один…. Склоняюсь больше к ответу — г)

Б.Ф.: Вы правы в том, что в принципе все ответы являются правильными, если рассматривать роль хемосинтетиков в природе вообще. Но на вопрос о их «биологической роли» составители этого задания, очевидно, ждут от учащихся ответа б). К фундаментальным знаниям по школьной биологии, прежде всего, относится знание того, что хемосинтетики — это автотрофные организмы и они, как и фотосинтетики, строят органические вещества своих клеток из СО2 воздуха (значит будут снижать концентрацию углекислоты в атмосфере).

Елена: Ааа, ясно теперь! Надо было упор делать на слово «биологическое», а не «значение»… Но разве «биологическое значение» и роль в природе не идентичные понятия? Печально, что ЕГЭ превращается не в проверку знаний, а в «угадай, что от тебя хотят».

5. Дмитрий: Является ли корректным предложение: «Гетеротрофы потребляют энергию солнечного света, преобразованную автотрофами в энергию химических связей»? Это ответ на вопрос C1 «Энергию какого типа потребляют гетеротрофные живые организмы?».

Б.Ф.: Конечно ответ не совсем выглядит корректным. Правильнее написать, что “Гетеротрофы потребляют энергию готовых органических веществ, изначально образованных автотрофами за счет энергии солнечного света».

6. Дмитрий: Много вопросов в ЕГЭ насчёт транспорта воды и минеральных веществ — корневое давление, транспирация, осмос. А за счёт чего осуществляется движение органических веществ — как «вверх» так и «вниз»? Так же по градиенту концентрации?

Б.Ф.: Воде, с растворенными в ней минеральными веществами, необходимо подниматься из почвы вверх по растению (преодолевая силы земного притяжения — гравитацию). Поэтому и нужен «насос» для поднятия воды по ксилеме. А органические вещества образуются вверху растения в листьях и они, наоборот, под действием сил тяжести свободно перемещаются вниз по стеблю (флоэмный ток) к корням.

7. Светлана: Борис Фагимович, очень часто сталкиваюсь с вопросом о цианобактериях. Они относятся к фотосинтетикам, а не хемосинтетикам, да?

Б.Ф.: Да, Светлана, цианобактерии (или сине-зеленые бактерии), раньше неправильно называли сине-зеленые водоросли, являются фотосинтезирующими бактериями. Они уникальны еще и тем, что способны к азотфиксации.

Светлана: То есть они ещё и хемосинтетики. Или я чего то недопонимаю?

Б.Ф.: Нет, Светлана. Азотфиксация  очень энергозатратный процесс «по расщеплению» тройной связи в молекуле N2. В природе его могут осуществлять только немногие бактерии-азотфиксаторы, питающиеся углеводами растений. Конечно же, они все гетеротрофы. Вот бактерии нитрификаторы (переводящие нитритный азот в нитратный) являются хемосинтетиками.

8. Айдар: В какое время возникает первичный крахмал? В чем его биологическая роль?

Б.Ф.: Первичный или ассимиляционный крахмал образуется в результате процесса связывания углекислоты в строме хлоропластов в цикле Кальвина в «темновую» фазу фотосинтеза. Этот процесс не обязательно должен происходить ночью, а стадия так названа, так как для осуществления этого процесса свет не требуется.
Биологическую роль фотосинтезированного крахмала невозможно переоценить, так как он является энергетическим материалом для растения. А растения в целом на планете Земля, являясь первичными продуцентами органических веществ, обеспечивают существование всех остальных групп организмов (животных, бактерий, грибов).

*************************************************************************

Уважаемые посетители блога, у кого возникнут вопросы к репетитору биологии по Скайпу, пишите в комментариях, у меня на блоге вы можете приобрести  ответы на все тесты ОБЗ ФИПИ за все годы проведения экзаменов  по ЕГЭ и ОГЭ (ГИА).

Клубеньковые бактерии бобовых — это… Что такое Клубеньковые бактерии бобовых?

        Данные палеонтологии свидетельствуют о том, что самыми древними бобовыми культурами, имевшими клубеньки, были некоторые растения, принадлежащие к группе Eucaesalpinioideae.

        У современных видов бобовых растений клубеньки обнаружены на корнях многих представителей семейства Papilionaceae.

        Филогенетически более примитивные представители таких семейств, как Caesalpiniaceae, Mimosaceae, в большинстве случаев клубеньков не образуют.

        Из 13 000 видов (550 родов) бобовых растений наличие клубеньков выявлено пока только приблизительно у 1300 видов (243 рода). Сюда в первую очередь относятся виды растений, использующиеся в сельском хозяйстве (более 200).

        Сформировав клубеньки, бобовые растения приобретают способность усваивать атмосферный азот. Однако они способны питаться и связанными формами азота — солями аммония и азотной кислоты. Лишь одно растение — копеечник (Hedysarum coronarium) — ассимилирует только молекулярный азот. Поэтому без клубеньков в природе это растение не встречается.

        Клубеньковые бактерии снабжают бобовое растение азотом, который фиксируют из воздуха. Растения же, в свою очередь, поставляют бактериям продукты углеводного обмена и минеральные соли, необходимые им для роста и развития.

        В 1866 г. известный ботаник и почвовед М.С.Воронин увидел в клубеньках на корнях бобовых растений мельчайшие «тельца». Воронин выдвинул смелые для того времени предположения: он связал образование клубеньков с деятельностью бактерий, а усиленное деление клеток ткани корня с реакцией растения на проникшие в корень бактерии.

        20 лет спустя голландский ученый Бейерин к выделил из клубеньков гороха, вики, чины, фасоли, сераделлы и лядвенца бактерии и изучал их свойства, проверив способность заражать растения и вызывать образование клубеньков. Он назвал эти микроорганизмы Bacillus radicicola. Поскольку к роду Bacillus относятся бактерии, образующие споры, а клубеньковые бактерии лишены этой способности, А. Пражмовский переименовал их в Bacterium radicicola. Б. Франк предложил более удачное родовое название клубеньковых бактерий — Rhizobium (от греч. rhizo — корень, bio — жизнь; жизнь на корнях). Это название привилось и используется в литературе до сих пор.

        Для обозначения вида клубеньковых бактерий принято к родовому названию Rhizobium добавлять термин, соответствующий латинскому названию того вида растения, из клубеньков которого они выделены и на котором могут образовывать клубеньки. Например, Rhizobium trifolii — клубеньковые бактерии клевера, Rhizobium lupini — клубеньковые бактерии люпина и т. д. В тех случаях, если клубеньковые бактерии способны образовывать клубеньки на корнях разных видов бобовых растений, т. е. вызывать так называемое перекрестное заражение, видовое название является как бы собирательным — в нем отражена именно эта «перекрестно заражающая» способность. Например, Rhizobium leguminosarum — клубеньковые бактерии гороха (Pisum), чечевицы (Lens), чины (Lathyrus).

        Морфология и физиология клубеньковых бактерий. Для клубеньковых бактерий характерно поразительное разнообразие форм — полиморфность. На это обращали внимание многие исследователи, изучая клубеньковые бактерии в чистой культуре в лабораторных условиях и почве. Клубеньковые бактерии могут быть палочковидными и овальными. Среди этих бактерий встречаются также фильтрующиеся формы, L-формы, кокковидные неподвижные и подвижные организмы.



        Молодые клубеньковые бактерии в чистой культуре на питательных средах обычно имеют палочковидную форму (рис. 143, 2, 3), размер палочек примерно 0,5—0,9 X 1,2—3,0 мкм, подвижные, размножаются делением. У палочковидных клеток клубеньковых бактерий клевера наблюдается деление перешнуровыванием. С возрастом палочковидные клетки могут переходить к почкованию. По Граму клетки окрашиваются отрицательно, ультратонкая структура их типична для грамотрицательных бактерий (рис. 143, 4).

        При старении клубеньковые бактерии теряют подвижность и переходят в состояние так называемых опоясанных палочек. Такое название они получили вследствие чередования в клетках плотных и неплотных участков протоплазмы. Полосатость клеток хорошо выявляется при просмотре в световом микроскопе после обработки клеток анилиновыми красителями. Плотные участки протоплазмы (пояски) прокрашиваются хуже, чем промежутки между ними. В люминесцентном микроскопе пояски светло-зеленые, промежутки между ними не светятся и выглядят темными (рис. 143, 1). Пояски могут располагаться в середине клетки или на концах. Опоясанность клеток видна и на электроннограммах, если препарат перед просмотром не обрабатывать контрастирующими веществами (рис. 143, 3). Вероятно, с возрастом бактериальная клетка наполняется жировыми включениями, не воспринимающими окраску и вследствие этого обусловливающими исчерченность клетки. Стадия «опоясанных палочек» предшествует стадии формирования бактероидов — клеток неправильной формы: утолщенных, разветвленных, сферических, грушевидных и колбовидных (рис. 144). Термин «бактероиды» ввел в литературу Дж. Брунхорст в 1885 г., применив его к необычным по форме образованиям, значительно более крупным, чем палочковидные клетки бактерий, встречающимся в тканях клубеньков.



,

        Бактероиды содержат большее количество волютиновых гранул и характеризуются более высоким содержанием гликогена и жира, чем палочковидные клетки. Бактероиды, выращенные в искусственных питательных средах и образовавшиеся в тканях клубенька, физиологически однотипны. Есть мнение, что бактероиды — это формы бактерий с незавершенным процессом деления. При незавершенном делении клеток клубеньковых бактерий возникают дихотомически ветвящиеся формы бактероидов. Количество бактероидов увеличивается при старении культуры; их появлению способствуют истощение питательной среды, накопление продуктов обмена, внесение в среду алкалоидов.

        В старых (двухмесячных) культурах клубеньковых бактерий с помощью электронного микроскопа можно выявить во многих клетках четко очерченные образования сферической формы (рис. 145) — артроспоры. Их количество в клетках варьирует от 1 до 5.



        На питательных средах клубеньковые бактерии различных видов бобовых растений растут с разной скоростью. К быстрорастущим относятся клубеньковые бактерии гороха, клевера, люцерны, кормовых бобов, вики, чечевицы, чины, донника, пажитника, фасоли, нута, лядвенца; к медленнорастущим — клубеньковые бактерии люпина, сои, арахиса, сераделлы, маша, вигны, эспарцета, дрока. Вполне сформировавшиеся колонии быстрорастущих культур можно получить на 3 — 4-е сутки инкубации, колонии медленнорастущих — на 7 — 8-е.

        Для быстрорастущих клубеньковых бактерий характерно перитрихиальное расположение жгутиков, для медленнорастущих — монотрихиальное (табл. 42, 1—5).



        Кроме жгутиков, у клеток клубеньковых бактерий при выращивании на жидких средах образуются нитевидные и четковидные выросты (табл. 42, 43). Длина их достигает 8—10 мкм. Они обычно располагаются на поверхности клетки перитрихиально, содержится их от 4 до 10 и больше на одну клетку.



,

        Колонии быстрорастущих клубеньковых бактерий имеют цвет топленого молока, часто полупрозрачные, слизистые, с ровными краями, умеренно выпуклые, со временем разрастаются на поверхности агаризованной среды. Колонии медленнорастущих бактерий более выпуклые, мелкие, сухие, плотные и, как правило, не разрастающиеся на поверхности среды. Слизь, вырабатываемая клубеньковыми бактериями, представляет собой комплексное соединение полисахаридного типа, в состав которого входят гексозы, пентозы и уроновые кислоты.

        Клубеньковые бактерии — микроаэрофилы (развиваются при незначительных количествах кислорода в среде), предпочитающие, однако, аэробные условия.

        В качестве источника углерода в питательных средах клубеньковые бактерии используют углеводы и органические кислоты, в качестве источника азота — разнообразные минеральные и органические азотсодержащие соединения. При культивировании на средах с высоким содержанием азотсодержащих веществ клубеньконые бактерии могут утратить способность проникать в растение и образовывать клубеньки. Поэтому обычно клубеньковые бактерии выращивают на растительных экстрактах (фасолевом, гороховом отваре) или почвенных вытяжках. Необходимый для развития фосфор клубеньковые бактерии могут получать из минеральных и органических фосфорсодержащих соединений; источником кальция, калия и других минеральных элементов могут служить минеральные соединения.

        Для подавления посторонней сапрофитной микрофлоры при выделении клубеньковых бактерий из клубеньков или непосредственно из почвы рекомендуются питательные среды с добавлением кристаллического фиолетового, танина или антибиотиков.

        Для развития большинства культур клубеньковых бактерий требуется оптимальная температура в пределах 24—26°. При 0° и 37 °С рост приостанавливается. Обычно культуры клубеньковых бактерий в условиях лаборатории хранят при пониженных температурах (2—4 °С).

        Многие виды клубеньковых бактерий способны синтезировать витамины группы В, а также ростовые вещества типа гетероауксина (-индолилуксусная кислота).

        Все клубеньковые бактерии приблизительно одинаково устойчивы к щелочной реакции среды (рН = 8,0), но неодинаково чувствительны к кислой.

        Специфичность, вирулентность, конкурентоспособность и активность клубеньковых бактерий.

        Понятие специфичности клубеньковых бактерий — собирательное. Оно характеризует способность бактерий.образовывать клубеньки у растений. Если говорить о клубеньковых бактериях вообще, то для них образование клубеньков только у группы бобовых растений уже само по себе специфично — они обладают избирательностью к бобовым растениям.

        Однако если рассматривать отдельные культуры клубеньковых бактерий, то оказывается, что среди них есть такие, которые способны заражать лишь определенную, иногда большую, иногда меньшую, группу бобовых растений, и в этом смысле специфичность клубеньковых бактерий — это избирательная способность в отношении растения-хозяина. Специфичность клубеньковых бактерий может быть узкой (клубеньковые бактерии клевера заражают только группу клеверов — видовая специфичность, а клубеньковые бактерии люпина могут характеризоваться даже сортовой специфичностью — заражать только алкалоидные или безалкалоидные сорта люпина). При широкой специфичности клубеньковые бактерии гороха могут заражать растения гороха, чины, бобов, а клубеньковые бактерии чины и бобов могут заражать растения гороха, т. е. все они характеризуются способностью «перекрестного заражения». Специфичность клубеньковых бактерий лежит в основе их классификации.

        Специфичность клубеньковых бактерий возникла в результате их длительного приспособления к одному растению или к группе их и генетической передачи этого свойства. В связи с этим различная приспособленность клубеньковых бактерий к растениям имеется и в пределах группы перекрестного заражения. Так, клубеньковые бактерии люцерны могут образовать клубеньки у донника. Но тем не менее они более приспособлены к люцерне, а бактерии донника — к доннику.

        В процессе инфекции корневой системы бобовых растений клубеньковыми бактериями большое значение имеет вирулентность микроорганизмов. Если специфичностью определяется спектр действия бактерий, то вирулентность клубеньковых бактерий характеризует активность их действия в пределах данного спектра. Под вирулентностью подразумевается способность клубеньковых бактерий проникать в ткань корня, размножаться там и вызывать образование клубеньков.

        Большую роль играет не только сама способность проникать в корни растения, но и скорость этого проникновения.

        Для определения вирулентности штамма клубеньковых бактерий необходимо установить его способность вызывать образование клубеньков. Критерием вирулентности любого штамма может служить то минимальное количество бактерий, которое обеспечивает более энергичное инфицирование корней по сравнению с другими штаммами, завершающееся формированием клубеньков.

        В почве в присутствии других штаммов не всегда более вирулентный штамм будет инфицировать растение первым. В этом случае следует учитывать его конкурентную способность, которая нередко маскирует свойство вирулентности в природных условиях.

        Необходимо, чтобы вирулентные штаммы обладали и конкурентоспособностью, т. е. могли успешно конкурировать не только с представителями местной сапрофитной микрофлоры, но и с другими штаммами клубеньковых бактерий. Показателем конкурентоспособности штамма служит количество образованных им клубеньков в процентах от общего числа клубеньков на корнях растений.

        Важным свойством клубеньковых бактерий является их активность (эффективность), т. е. способность в симбиозе с бобовыми растениями ассимилировать молекулярный азот и удовлетворять в нем потребности растенияхозяина. В зависимости от того, в какой степени клубеньковые бактерии способствуют повышению урожайности бобовых культур (рис. 146), их принято делить на активные (эффективные), малоактивные (малоэффективные) и неактивные (неэффективные).



        Неактивный для одного растения-хозяина штамм бактерий в симбиозе с другим видом бобового растения может быть вполне эффективным. Поэтому при характеристике штамма с точки зрения его эффективности следует всегда указывать, в отношении какого вида растения-хозяина проявляется его действие.

        Активность клубеньковых бактерий не является их постоянным свойством. Нередко в лабораторной практике наблюдается потеря активности у культур клубеньковых бактерий. При этом или теряется активность у всей культуры, или появляются отдельные клетки с малой активностью. Снижение степени активности клубеньковых бактерий происходит в присутствии некоторых антибиотиков, аминокислот. Одной из причин утраты активности клубеньковых бактерий может быть влияние фага. Пассированием, т. е. неоднократным проведением бактерий через растение-хозяина (адаптацией к определенному виду растения), можно получить эффективные штаммы из неэффективных .

        Воздействие у-лучами дает возможность получать штаммы с усиленной эффективностью. Известны случаи возникновения высокоактивных радиомутантов клубеньковых бактерий люцерны из неактивного штамма. Применение ионизирующих излучений, оказывающих непосредственное влияние на изменение генетических особенностей клетки, по всей вероятности, может явиться перспективным приемом при селекции высокоактивных штаммов клубеньковых бактерий.

        Инфицирование бобового растения клубеньковыми бактериями.

        Для обеспечения нормального процесса инфицирования корневой системы клубеньковыми бактериями необходимо наличие довольно большого количества жизнеспособных клеток бактерий в прикорневой зоне. Мнения исследователей в отношении количества клеток, необходимых для обеспечения процесса инокуляции, различны. Так, по данным американского ученого О. Алл ена (1966), для инокуляции мелкосеменных растений требуется 500—1000 клеток, для инокуляции крупносеменных — не менее 70 000 клеток на 1 семя. По мнению австралийского исследователя Дж. Винцента (1966), в момент инокуляции на каждое семя должно приходиться по крайней мере несколько сотен жизнеспособных и активных клеток клубеньковых бактерий. Имеются данные, что в ткань корня могутвнедряться и единичные клетки.

        При развитии корневой системы бобового растения размножение клубеньковых бактерий на поверхности корня стимулируется выделениями корня. Продукты разрушения корневых чехликов и волосков играют также немаловажную роль в обеспечении клубеньковых бактерий подходящим субстратом.

        В ризосфере бобового растения резко стимулируется развитие клубеньковых бактерий, для злаковых растений такого явления не наблюдается.

        На поверхности корня имеется слой слизистого вещества (матрица), образующийся независимо от наличия в ризосфере бактерий. Этот слой хорошо виден при исследовании в светооптическом микроскопе (рис. 147). Клубеньковые бактерии после инокуляции обычно устремляются к этому слою и скапливаются в нем (рис. 148) вследствие стимуляционного эффекта корня, проявляющегося даже на расстоянии до 30 мм.



,

        В этот период, предшествующий внедрению клубеньковых бактерий в ткань корня, бактерии в ризосфере чрезвычайно подвижны. В ранних работах, в которых для исследований использовался световой микроскоп, клубеньковым бактериям, находящимся в зоне ризосферы, было дано название швермеров (гонидий или зооспор) — «роящихся». С помощью метода Фэреуса (1957) можно наблюдать образование чрезвычайно быстро движущихся колоний швермеров в области кончика корня и корневых волосков. Колонии швермеров существуют очень короткое время — менее суток.

        О механизме проникновения клубеньковых бактерий в корень растения существует ряд гипотез. Наиболее интересные из них следующие. Авторы одной из гипотез утверждают, что клубеньковые бактерии проникают в корень через повреждения эпидермальной и коровой ткани (особенно в местах ответвления боковых корней). Эта гипотеза была выдвинута на основании исследований Бриля (1888), вызвавшего образование клубеньков у бобовых растений путем прокалывания корней иглой, погруженной предварительно в суспензию клубеньковых бактерий. Как частный случай такой путь внедрения вполне реален. Например, у арахиса клубеньки преимущественно располагаются в пазухах ответвлений корней, что наводит на мысль о проникновении клубеньковых бактерий в корень через разрывы при прорастании боковых корней.

        Интересна и не лишена оснований гипотеза о проникновении клубеньковых бактерий в ткань корня через корневые волоски. Путь прохождения клубеньковых бактерий через корневые волоски признает большинство исследователей.

        Очень убедительно предположение П. Дарта и Ф. Мерсера (1965) о том, что клубеньковые бактерии внедряются в корень в виде мелких (0,1—0,4 мкм) кокковидных клеток через промежутки (0,3—0,4 мкм) целлюлозной фибриллярной сети первичной оболочки корневых волосков. Электронно-микроскопические фотографии (рис. 149) поверхности корня, полученные методом реплик, и факт мельчания клеток клубеньковых бактерий в ризосфере бобовых растений подтверждают это положение.



        Не исключено, что клубеньковые бактерии могут проникать в корень через эпидермальные клетки молодых верхушек корня. По мнению Пражмовского (1889), бактерии могут проникать в корень только через молодую клеточную оболочку (корневых волосков или эпидермальных клеток) и совершенно не способны преодолевать химически измененный или опробковевший слой коры. Этим можно объяснить, что клубеньки обычно развиваются на молодых участках главного корня и появляющихся боковых корнях.

        В последнее время большую популярность получила ауксинная гипотеза. Авторы этой гипотезы считают, что клубеньковые бактерии проникают в корень благодаря стимуляции синтеза (β-индолилуксусной кислоты (гетероауксина) из триптофана, имеющегося всегда в корневых выделениях растений. С наличием гетероауксина связывается искривление корневых волосков, которое обычно наблюдается при инфицировании корневой системы клубеньковыми бактериями (рис. 150).



        Источником β-индолилуксусной кислоты в момент инфицирования растения, очевидно, служат не только растения, выделяющие через корневую систему триптофан, который многие виды бактерий, в том числе и клубеньковые, могут переводить в β-индолилуксусную кислоту. Сами клубеньковые бактерии, а возможно, и другие виды почвенных микроорганизмов, живущие в зоне корня, также могут участвовать в синтезе гетероауксина.

        Однако принимать безоговорочно ауксинную гипотезу нельзя. Действие гетероауксина неспецифично и вызывает искривление корневых волосков у разных видов растений, а не только бобовых. В то же время клубеньковые бактерии вызывают искривление корневых волосков лишь у бобовых растений, проявляя при этом довольно значительную избирательность. Если бы рассматриваемый эффект определялся только β-индолилуксусной кислотой, то такой специфики не было бы. Кроме того, характер изменений корневых волосков под влиянием клубеньковых бактерий несколько иной, чем под влиянием гетероауксина.

        Следует также отметить, что в отдельных случаях инфицированию подвергаются неискривленные корневые волоски. Наблюдения показывают, что у люцерны и гороха искривляются и закручиваются 60—70% корневых волосков, а у клевера — около 50%. У некоторых видов клевера эта реакция отмечается не более чем у 1/4 части заражаемых волосков. В реакции искривления, очевидно, имеет большое значение состояние корневого волоска. Растущие корневые волоски наиболее чувствительны к действию веществ, вырабатываемых бактериями.

        Известно, что клубеньковые бактерии вызывают размягчение стенок корневых волосков. Однако ни целлюлазы, ни пектинолитических ферментов они не образуют. В связи с этим было высказано предположение, что клубеньковые бактерии проникают в корень благодаря выделению ими слизи полисахаридной природы, вызывающей синтез растениями фермента полигалактуроназы. Этот фермент, разрушая пектиновые вещества, влияет на оболочку корневых волосков, делая ее более пластичной и проницаемой. В небольших количествах полигалактуроназа всегда присутствует в корневых волосках и, очевидно, вызывая частичное растворение соответствующих компонентов оболочки, позволяет клетке растягиваться.

        Некоторые исследователи полагают, что клубеньковые бактерии проникают в корень благодаря бактериям-спутникам, продуцирующим пектинолитические ферменты. Эта гипотеза была выдвинута на основании следующих фактов. При микроскопировании корневых волосков многие исследователи отмечали наличие светлого пятна, около которого скапливаются клубеньковые бактерии. Это пятно, возможно, является признаком начала мацерации (разрушения) ткани протопектиназой по аналогии с таким же признаком, наблюдающимся у растений при многих бактериальных заболеваниях. Кроме того, установлено, что авирулентные культуры клубеньковых бактерий в присутствии бактерий, продуцирующих пектинолитические ферменты, становятся способными проникать в корень.

        Следует отметить еще одну гипотезу, по которой клубеньковые бактерии попадают в корень при образовании пальцевидного впячивания поверхности корневого волоска. На электроннограмме среза корневого волоска, подтверждающей эту гипотезу (рис. 150, 3), виден изогнутый в виде ручки зонтика корневой волосок, в изгибе которого находится скопление клубеньковых бактерий. Клубеньковые бактерии как бы втягиваются (проглатываются) корневым волоском (подобно пиноцитозу).



        Гипотеза инвагинации, по существу, не может быть отделена от ауксинной или ферментативной гипотезы, поскольку инвагинация происходит в результате воздействия либо ауксинного, либо ферментного фактора.

        Процесс внедрения клубеньковых бактерий в ткань корня одинаков у всех видов бобовых растений и состоит из двух фаз. В первую фазу происходит инфицирование корневых волосков. Во вторую фазу интенсивно идет процесс образования клубеньков. Продолжительность фаз различна у разных видов растений: у Trifolium fragiferum первая фаза продолжается 6 дней, у Trifolium nigrescens — 3 дня.

        В некоторых случаях очень трудно обнаружить границы между фазами. Наиболее интенсивное внедрение клубеньковых бактерий в корневые волоски происходит на ранних этапах развития растения. Вторая фаза заканчивается в период массового образования клубеньков. Нередко внедрение клубеньковых бактерий в корневые волоски продолжается уже и после того, как клубеньки сформировались на корнях. Эта так называемая избыточная или дополнительная инфекция происходит потому, что инфицирование волосков не прекращается длительное время. В более поздние сроки заражения клубеньки обычно размещаются ниже по корню.

        Тип развития, структура и плотность корневых волосков не влияют на скорость внедрения клубеньковых бактерий. Места образования клубеньков не всегда связаны с местами расположения инфицированных волосков.

        Проникнув в корень (через корневой волосок, эпидермальную клетку, места повреждений корня), клубеньковые бактерии далее перемещаются в ткани корня растения. Наиболее легко бактерии проходят через межклеточные пространства.

        Внедриться в ткань корня может или одиночная клетка, или группа клеток бактерий. Если внедрилась отдельная клетка, она и в дальнейшем может перемещаться по ткани как одиночка. Путь инфицирования корня одиночными клетками свойствен растениям люпина.

        Однако в большинстве случаев внедрившаяся клетка, активно размножаясь, образует так называемые инфекционные нити (или инфекционные тяжи) и уже в виде таких нитей перемещается в ткани растения.

        Термин «инфекционная нить» возник на основе изучения процесса инфицирования в световом микроскопе. Начиная с работ Бейеринка, инфекционная нить стала рассматриваться как слизистая гифообразная масса с заключенными в нее размножающимися бактериями.

        По существу, инфекционная нить — это колония размножившихся бактерий. Началом ее служит то место, куда проникла отдельная клетка или группа клеток. Не исключено, что колония бактерий (а следовательно, и будущая инфекционная нить) начинает формироваться еще на поверхности корня до момента внедрения бактерий в корень.

        Количество инфицированных корневых волосков значительно различается у отдельных растений. Обычно инфекционные нити появляются в деформированных, искривленных корневых волосках. Однако есть указания, что и в прямых волосках иногда обнаруживаются подобные нити. Чаще в корневых волосках наблюдается одна разветвляющаяся нить, реже две. В некоторых случаях в одном корневом волоске имеется несколько нитей или же в нескольких имеются общие нити заражения, дающие начало одному клубеньку (рис. 151).



        Процент инфицированных корневых волосков в общем количестве деформированных необъяснимо низок. Он обычно колеблется от 0,6 до 3,2, изредка достигая 8,0. Доля удачных инфекций еще ниже, поскольку среди инфекционных нитей имеется много (до 80%) так называемых абортивных нитей, прекративших свое развитие. Скорость продвижения нормально развивающихся инфекционных нитей в растении — 5 — 8 мкм в час. При такой скорости путь через корневой волосок длиной 100—200 мкм инфекционная нить может пройти в течение одних суток.

        Морфолого-анатомическая характеристика клубеньков в их онтогенезе.

        По способу образования клубеньки бобовых растений подразделяются на два типа:

        1-й тип — клубеньки возникают при делении клеток перицикла (корнеродного слоя), обычно расположенных против протоксилемы (первых по времени образования сосудов) — эндогенный тип образования клубеньков;

        2-й тип — клубеньки происходят из коры корня в результате внедрения возбудителя в паренхимные клетки коры и эндодермы (внутреннего слоя первичной коры) — экзогенный тип образования клубеньков.

        В природе преобладает последний тип. Ткани центрального цилиндра корня принимают участие только в образовании сосудистой системы клубеньков как эндогенного, так и экзогенного типа.

        Несмотря на различные взгляды на природу возникновения клубеньков зкзо- и эндотипов, процесс развития их в основном одинаков. Однако ни тот, ни другой тип образования клубеньков ни в коем случае не следует отождествлять с процессом образования боковых корней, несмотря на то что существуют и отдельные черты сходства в их заложении. Так, формирование клубеньков и боковых корней происходит одновременно и к тому же в одной и той же зоне корня.

        В то же время ряд особенностей развития боковых корней и клубеньков подчеркивает глубокие различия в типе их формирования. Боковые корни возникают в перицикле. С первых же моментов развития они связаны с центральным цилиндром главного корня, от которого ответвляются центральные цилиндры боковых корней,и возникают они всегда против луча первичной древесины. Формирование клубенька, в отличие от бокового корня, возможно в любом месте. В самом начале формирования клубеньковой ткани сосудистой связи с центральным цилиндром корня нет, она возникает позднее. Сосуды обычно формируются по периферии клубенька. Они связаны с сосудами корня через зону трахеид и имеют собственную эндодерму (рис. 152).



        Различие в характере возникновения клубеньков и боковых корней особенно четко наблюдается у сераделлы, поскольку коровая ткань главного корня этого растения — место возникновения первых клубеньков — состоит из относительно небольшого слоя клеток и клубеньки становятся видимыми очень быстро после инфицирования корня бактериями. Они образуют сначала выступы уплощенной формы на корне, что позволяет отличить их от конических выступов боковых корней. Клубеньки отличаются от боковых корней и рядом анатомических признаков: отсутствием центрального цилиндра, корневых чехликов и эпидермиса, наличием значительного слоя коры, покрывающей клубенек.



        Формирование клубеньков (рис. 153, 1, 2) бобовых растений происходит в период, когда корень имеет еще первичную структуру. Оно начинается с деления коровых клеток, расположенных на расстоянии 2—3 слоев от концов инфекционных нитей. Слои коры, пронизанные инфекционными нитями, остаются без изменения. В то же время у сераделлы деление коровых клеток возникает непосредственно под инфицированным корневым волоском, а у гороха деление клеток отмечается только в предпоследнем слое коры.

        Деление с образованием радиальной структуры ткани продолжается до внутренних коровых клеток. Происходит оно без определенного направления, беспорядочно, и в результате этого возникает меристема (система образовательных тканей) клубенька, состоящая из мелких зернистых клеток.

        Разделившиеся клетки коры изменяются: ядра округляются и увеличиваются в размерах, особенно увеличиваются ядрышки. После митоза ядра расходятся и, не принимая первоначальной формы, вновь начинают делиться.

        Возникает вторичная меристема. Вскоре в эндодерме и перицикле появляются признаки начинающегося деления, которое в прежних внешних клетках происходит главным образом тангентальными перегородками. Это деление распространяется, наконец, на общий меристематический комплекс, мелкие клетки которого вытягиваются, вакуоли исчезают, ядро заполняет большую часть клетки. Образуется так называемый первичный клубенек, в плазме клеток которого клубеньковые бактерии отсутствуют, поскольку они на данной стадии еще находятся внутри инфекционных нитей. В то время как образуется первичный клубенек, инфекционные нити многократно разветвляются и могут проходить или между клетками— интерцеллюлярно (рис. 154), или сквозь клетки — интрацеллюлярно — и вносить бактерии (рис. 155).



,

        Межклеточные инфекционные нити вследствие активного размножения в них клубеньковых бактерий нередко приобретают причудливую форму — формируются в виде карманов (дивертикулов) или факелов (см. рис. 154).



        Процесс передвижения инфекционных нитей из клетки в клетку не совсем ясен. По-видимому, инфекционные нити, как полагает канадский микробиолог Д. Джордан (1963), блуждают в виде голых слизистых тяжей в межклеточных промежутках растительной ткани до тех пор, пока вследствие каких-то еще необъяснимых причин не начинают инвагинировать в цитоплазму примыкающих клеток.

        В некоторых случаях инвагинация инфекционной нити происходит в одну, в некоторых случаях — в каждую соседнюю клетку. По этим инвагинированным трубчатым полостям (дивертикулам) перетекает заключенное в слизь содержимое нити. Наиболее активный рост инфекционных нитей происходит обычно вблизи ядра растительной клетки. Проникновение нити сопровождается перемещением ядра, которое продвигается к месту инфекции, увеличивается, меняет форму и дегенерирует. Подобная картина наблюдается при грибной инфекции, когда ядро нередко устремляется навстречу внедрившимся гифам, притягивается к повреждению как к месту наибольшей физиологической активности, вплотную придвигается к нити, разбухает и разрушается. Повидимому, это характерно для ответной реакции растения на инфекцию.

        У однолетних растений инфекционные нити возникают обычно в первый период инфицирования корня, у многолетних — в течение длительного периода развития.

        Бактерии могут высвобождаться из инфекционной нити в разное время и разными способами. Выход бактерий, как правило, весьма длительный процесс, особенно у многолетних растений. Обычно выход бактерий из инфекционной нити в цитоплазму растения-хозяина связывают с внутренним давлением, возникающим вследствие интенсивного размножения бактерий в нити и экскреции ими слизи. Иногда бактерии выскальзывают из нити группами, окруженными слизью инфекционной нити, в виде везикул (пузыревидных образований) (рис. 157). Поскольку везикулы не имеют оболочек, выход из них бактерий очень прост. В клетки растений клубеньковые бактерии могут попадать и поодиночке из межклеточных пространств (рис. 156).



,

        Клубеньковые бактерии, вышедшие из инфекционной нити, продолжают размножаться в ткани хозяина. Размножение их в этот период происходит делением перетяжкой (рис. 158). Основная масса бактерий размножается в цитоплазме клетки, а не в инфекционной нити. Зараженные клетки дают начало будущей бактероидной ткани.



        Наполняющиеся быстро размножающимися клетками клубеньковых бактерий растительные клетки начинают усиленно делиться. В момент митотического деления зараженных клеток клубеньковые бактерии могут скапливаться на двух противоположных полюсах материнской клетки и пассивно попадать в дочерние клетки. Каждая из незаряженных клеток находится при этом под сильным стимулирующим воздействием клубеньковых бактерий и вследствие этого также делится. Благодаря такому энергично протекающему митотическому делению меристематических клеток осуществляется распространение клубеньковых бактерий в ткани клубенька и увеличение объема бактероидной области.

        Инфицированная ткань, состоящая из плотно лежащих и активно делящихся клеток, имеет сначала форму усеченного конуса. В дальнейшем вследствие постепенного роста этого конуса и одновременного деления и развития меристематических клеток ткань клубенька разрастается, утрачивая конусовидность.

        Таким образом, клубенек увеличивается сначала в результате радиального и тангентального деления коровых клеток, а затем за счет увеличения их размера и одновременного деления. После того как растительные клетки полностью заполнятся бактериями, митоз прекращается. Однако клетки продолжают увеличиваться в размере и часто сильно вытягиваются. Размер их в несколько раз больше, чем у неинфицированных растительных клеток, которые расположены между ними в бактероидной зоне клубенька.

        Связь молодого клубенька с корнем бобового растения осуществляется благодаря сосудистоволокнистым пучкам. Впервые сосудисто-волокнистые пучки наблюдал М. С. Воронин (1866). Время возникновения сосудистой системы в клубеньках различных видов бобовых растений различно. Так, у клубеньков сои начало развития сосудистых пучков совпадает с моментом проникновения клубеньковых бактерий в два слоя коровой паренхимы. С ростом клубенька проводящая система разрастается, разветвляется и окружает бактероидную область.

        Параллельно с процессом дифференциации сосудистой системы идет формирование клубеньковой эндодермы из внешнего слоя первичного клубенька. Затем клубенек округляется, его периферийный клеточный слой окружается клубеньковой корой.

        Корневой эпидермис разрывается, а клубенек продолжает развиваться и увеличиваться в размерах.

        С помощью светового микроскопа на продольных срезах зрелых клубеньков обычно четко выделяются 4 характерные зоны тканевой дифференциации: кора, меристема, бактероидная зона и сосудистая система. Все ткани клубенька дифференцируются в акропетальной последовательности, так как новые клетки закладываются меристемой.

        Клубеньковая кора — оболочка клубенька, выполняющая защитную функцию. Кора состоит из нескольких рядов незараженных паренхимных клеток, величина и особенности которых различны у разных бобовых культур. Чаще всего клетки коры имеют вытянутую форму и крупнее по сравнению с другими клетками клубенька.

        В коре клубеньков многолетних деревянистых видов часто встречаются клетки с опробковевшими оболочками, содержащие смолы, танин, дубильные вещества.

        Клубеньковая меристема расположена под клетками коры и представляет собой зону интенсивно делящихся также незараженных клеток. Для меристемы клубенька характерны плотно расположенные, без межклетников, мелкие тонкостенные клетки неправильной формы. Клетки меристемы клубенька подобны клеткам других типов меристематической ткани (верхушки корня, верхушки стебля). Клетки клубеньковой меристемы содержат плотную, тонко гранулированную цитоплазму с рибосомами, телами Гольджи, протопластидами, митохондриями и другими структурами. Встречаются небольшие вакуоли. В центре цитоплазмы расположено крупное ядро с ядерной мембраной, порами и четко выраженным ядрышком. Функции меристематических клеток заключаются в формировании клеток клубеньковой коры, бактероидной области и сосудистой системы. В зависимости от расположения меристемы клубеньки имеют разнообразную форму: шаровидную (горох, фасоль, сераделла, арахис) или цилиндрическую (люцерна, вика, чина, акация, клевер) (рис. 159). Меристема, расположенная отдельными участками по периферии клубенька, приводит к образованию муфтообразных клубеньков у люпина.



        Клубеньковая меристема функционирует долго, даже во время некроза клубеньков, когда они уже наполнены лизирующейся бактероидной массой и разрушенными растительными клетками.

        Бактероидная зона клубенька занимает его центральную часть и составляет от 16 до 50% от общей сухой массы клубеньков. В первый период формирования клубенька она, по существу, является бактериальной зоной (рис. 160), так как заполнена клетками бактерий, находящихся в бактериальной, а не бактероидной стадии развития. Тем не менее принято, когда идет речь о зоне клубеньковой ткани, содержащей бактерии, называть ее бактероидной.



        Бактероидная область клубенька состоит в основном из инфицированных клубеньковыми бактериями клеток и частично из смежных с ними неинфицированных клеток, заполненных пигментами, дубильными веществами, а к осени — крахмалом.

        В клубеньках, образованных эффективными штаммами клубеньковых бактерий, средний относительный объем бактероидной зоны выше, чем в клубеньках, сформировавшихся при внедрении неэффективных штаммов.

        В некоторых случаях объем бактероидной области достигает максимума в ранний период жизни клубенька и впоследствии остается относительно постоянным. Бактероидная зона пронизана густой сетью инфекционных нитей, а по периферии окружена сосудисто-волокнистыми пучками.

        Форма бактероидов в клубеньках разных видов бобовых культур может быть разнообразной (табл. 44). Так, у вики, чины и гороха они двухветвистые или вильчатые. Для клевера и эспарцета преобладающая форма бактероидов шаровидная, грушеобразная, вздутая, яйцевидная, для нута округлая. Форма бактероидов фасоли, сераделлы, лядвенца и люпина практически палочковидная.



        Бактероиды заполняют большую часть растительной клетки, за исключением центральной зоны ядра и вакуолей. Так, процент бактероидов в бактероидной зоне окрашенного в розовый цвет клубенька составляет 94,2 к общему числу клубеньковых бактерий. Клетки бактероидов в 3—5 раз больше клеток бактерий (рис. 161, 1, 2).



        Бактероиды клубеньковых бактерий представляют особый интерес в связи с тем, что они являются чуть ли не единственными обитателями клубеньков бобовых растений в период интенсивного связывания ими атмосферного азота. Отдельные исследователи считают бактероиды патологическими дегенеративными формами и не связывают процесс азотфиксации с бактероидной формой клубеньковых бактерий. Большинство исследователей находят, что бактероиды являются самыми жизнеспособными и активными формами клубеньковых бактерий и что фиксация азота атмосферы бобовыми растениями осуществляется только при их участии (рис. 162).



        Сосудистая система клубенька обеспечивает связь между бактериями и растением-хозяином. По сосудистым пучкам транспортируются питательные вещества и продукты обмена. Сосудистая система развивается рано и функционирует длительное время.

        Вполне сформировавшиеся сосуды имеют определенное строение: состоят из трахеид ксилемы, волокон флоэмы, ситовидных трубок и сопровождающих клеток.

        В зависимости от вида бобовых культур связь клубенька осуществляется посредством одного или нескольких сосудистых пучков. Например, у гороха в основании клубенька имеется два дифференцированных сосудистых узла. Каждый из них обычно дважды дихотомически разветвляется, и в результате сквозь клубенек от места второго дихотомического разветвления проходит 8 пучков. Многие растения имеют лишь один пучок, в то же время у одного клубенька Sesbania grandiflora в возрасте одного года их удалось насчитать до 126. Довольно часто сосудистая система клубенька отделяется с внешней стороны от его коры слоем частично или полностью опробковевших клеток, получивших название клубеньковой эндодермы, соединенных с эндодермой корня. Клубеньковая эндодерма представляет собой внешний слой неинфицированной коровой паренхимы, расположенной между клубеньковой тканью и корневой корой.

        У большей части видов растений клубеньки образуются по описанному типу. Следовательно, образование клубеньков — результат сложных явлений, начинающихся вне корня. Вслед за начальными фазами инфекции индуцируется образование клубенька, затем происходит распространение бактерий в зоне клубеньковой ткани и фиксация азота.

        Все стадии развития клубеньковых бактерий, по данным чешского микробиолога В. Каша (1928), можно проследить на срезах клубеньков. Так, в верхней части клубенька, например, люцерны содержатся в основном мелкие делящиеся палочковидные клетки, в небольшом количестве молодые бактероиды, число которых возрастает постепенно по мере развития клубенька. В средней, окрашенной в розовый цвет части клубенька обнаруживаются преимущественно бактероидные клетки и реже мелкие палочковидные. В основании клубенька на ранних стадиях вегетации растения-хозяина бактероиды такие же, как и в средней его части, а к концу вегетации более раздутые и раньше дегенерирующие.

        Сроки появления первых видимых клубеньков на корнях различных видов бобовых растений различны (М. В. Федоров, 1952). Появление их у большинства бобовых культур чаще всего происходит во время развития первых настоящих листьев. Так, образование первых клубеньков люцерны посевной наблюдается между 4-м и 5-м днями после прорастания, а на 7—8-й день этот процесс происходит у всех растений. Клубеньки у люцерны серповидной появляются через 10 дней.

        В период функционирования клубеньки обычно плотные. Клубеньки, образованные активными культурами бактерий, в молодом возрасте имеют беловатую окраску. К моменту проявления оптимальной активности они становятся розовыми. Клубеньки, возникшие при инфекции неактивными культурами бактерий, зеленоватого тона. Нередко их структура практически не отличается от структуры клубеньков, образованных при участии активных штаммов клубеньковых бактерий, но они преждевременно разрушаются.

        В некоторых случаях строение клубеньков, образуемых неактивными бактериями, отклоняется от нормы. Это выражается в дезорганизации клубеньковой ткани, утрачивающей обычно четко выраженную зональную дифференциацию.

        Розовая окраска определяется наличием в клубеньках пигмента, по химическому составу близкого гемоглобину крови. В связи с зтим пигмент называется леггемоглобином (легоглобином) — гемоглобином Leguminosae. Легоглобин содержится лишь в тех клетках клубеньков, в которых имеются бактероиды. Он локализован в пространстве между бактероидами и окружающей их мембраной.

        Количество его колеблется от 1 до 3 мг на 1 г клубенька, в зависимости от вида бобового растения.

        У однолетних бобовых растений к концу вегетационного периода, когда заканчивается процесс азотфиксации, красный пигмент переходит в зеленый. Изменение цвета начинается у основания клубенька, позднее зеленеет его вершина. У многолетних бобовых растений позеленения клубеньков не происходит или оно наблюдается только у основания клубенька. У разных видов бобовых растений переход красного пигмента в зеленый происходит с разной степенью интенсивности и разной скоростью.

        Клубеньки однолетних растений функционируют сравнительно недолго. У большинства бобовых культур некроз клубенька начинается в период цветения растения-хозяина и протекает обычно в направлении от центра к периферии клубенька. Один из первых признаков разрушения — образование слоя клеток с мощными стенками у основания клубенька. Этот слой клеток, расположенный перпендикулярно к главному сосуду корня, разъединяет его с клубеньком и задерживает обмен питательными веществами между растением-хозяином и тканями клубенька.

        В клетках дегенерирующей ткани клубенька появляются многочисленные вакуоли, ядра теряют способность окрашиваться, часть клеток клубеньковых бактерий лизируется, часть мигрирует в окружающую среду в виде мелких кокковидных клеток-артроспор.

        Процесс формирования артроспор в ткани лизирующегося клубенька показан на рисунках 163—165. Прекращают функционировать в этот период и инфекционные нити (рис. 166). Клетки хозяина утрачивают тургор и сжимаются теми соседними клетками, которым он еще свойствен.


        Старые клубеньки темные, дряблые, мягкие. При надрезе из них выступает водянистая слизь. Процессу разрушения клубенька, начинающегося с опробковения клеток сосудистой системы, способствуют понижение фотосинтетической активности растения, сухость или чрезмерная влажность среды.

        В разрушенном, ослизненном клубеньке обнаруживаются часто простейшие, грибы, бациллы и мелкие палочковидные клубеньковые бактерии.

        Состояние растения-хозяина оказывает влияние на длительность функционирования клубенька. Так, по данным Ф. Ф. Юхимчука (1957), кастрируя или удаляя цветы люпина, можно продлить период его вегетации и вместе с тем время активной деятельности клубеньковых бактерий.

        Клубеньки многолетних растений, в отличие от клубеньков однолетних, могут функционировать в течение многих лет. Так, например, карагана имеет многолетние клубеньки, в которых процесс старения клеток идет одновременно с образованием новых. У вистерии (глицинии китайской) также функционируют многолетние клубеньки, образуя на корнях хозяина шаровидные вздутия. К концу вегетационного периода бактероидная ткань многолетних клубеньков деградирует, но весь клубенек не отмирает. На следующий год он вновь начинает функционировать.

        Факторы, определяющие симбиотические взаимоотношения клубеньковых бактерий с бобовыми растениями. Для симбиоза, обеспечивающего хорошее развитие растений, необходим определенный комплекс условий среды. Если условия окружающей среды будут неблагоприятными, то, даже несмотря на высокую вирулентность, конкурентную способность и активность микросимбионта, эффективность симбиоза будет низкой.

        Для развития клубеньков оптимальная влажность 60—70% от полной влагоемкости почвы. Минимальная влажность почвы, при которой еще возможно развитие клубеньковых бактерий в почве, приблизительно равна 16% от полной влагоемкости. При влажности ниже этого предела клубеньковые бактерии обычно уже не размножаются, но тем не менее они не погибают и могут длительное время сохраняться в неактивном состоянии. Недостаток влаги приводит и к отмиранию уже сформировавшихся клубеньков.

        Нередко в районах с недостаточным увлажнением многие бобовые растения развиваются, не образуя клубеньков.

        Поскольку размножение клубеньковых бактерий в отсутствие влаги не происходит, в случае засушливой весны инокулированные (искусственно зараженные) семена необходимо вносить глубже в почву. Например, в Австралии семена с нанесенными на них клубеньковыми бактериями глубоко заделывают в почву. Интересно, что клубеньковые бактерии почв засушливого климата более стойко переносят засуху, чем бактерии почв влажного климата. В этом проявляется их экологическая приспособленность.

        Избыточная влажность, как и ее недостаток, также неблагоприятна для симбиоза — из-за снижения степени аэрации в зоне корней ухудшается снабжение корневой системы растения кислородом. Недостаточная аэрация отрицательно влияет и на живущие в почве клубеньковые бактерии, которые, как известно, лучше размножаются при доступе кислорода. Тем не менее высокая аэрация в зоне корней приводит к тому, что кислород начинают связывать восстановители молекулярного азота, снижая степень азотфиксации клубеньков.

        Важную роль во взаимоотношениях клубеньковых бактерий и бобовых растений играет температурный фактор. Температурные характеристики разных видов бобовых растений различны. Также и разные штаммы клубеньковых бактерий имеют свои определенные температурные оптимумы развития и активной фиксации азота. Следует отметить, что оптимальные температуры развития бобовых растений, образования клубеньков и азотфиксации не совпадают. Так, в природных условиях образование клубеньков может наблюдаться при температурах несколько выше 0 °С, азотфиксация при таких условиях практически не происходит. Возможно, лишь арктические симбиозирующие бобовые растения связывают азот при очень низких температурах. Обычно же этот процесс происходит лишь при 10 °С и выше. Максимальная азотфиксации ряда бобовых растений наблюдается при 20—25 °С. Температура выше 30 °С отрицательно влияет на процесс азотонакопления.

        Экологическая адаптация к температурному фактору у клубеньковых бактерий значительно меньше, чем у многих типичных сапрофитных форм. По мнению Е. Н. Мишустина (1970), это объясняется тем, что естественной средой обитания клубеньковых бактерий являются ткани растений, где температурные условия регулируются растением-хозяином.

        Большое влияние на жизнедеятельность клубеньковых бактерий и образование клубеньков оказывает реакция почвы. Для разных видов и даже штаммов клубеньковых бактерий значение рН среды обитания несколько различно. Так, например, клубеньковые бактерии клевера более устойчивы к низким значениям рН, чем клубеньковые бактерии люцерны. Очевидно, здесь также сказывается адаптация микроорганизмов к среде обитания. Клевер растет на более кислых почвах, чем люцерна. Реакция почвы как экологический фактор оказывает влияние на активность и вирулентность клубеньковых бактерий. Наиболее активные штаммы, как правило, легче выделить из почв с нейтральными значениями рН. В кислых почвах чаще встречаются неактивные и слабовирулентные штаммы. Кислая среда (рН 4,0— 4,5) оказывает непосредственное влияние и на растения, в частности нарушая синтетические процессы обмена веществ растений и нормальное развитие корневых волосков. В кислой среде у инокулированных растений резко сокращается срок функционирования бактероидной ткани, что ведет к снижению степени азотфиксации.

        В кислых почвах, как отмечает А. В. Петербургский, в почвенный раствор переходят соли алюминия и марганца, неблагоприятно действующие на развитие корневой системы растений и процесс азотоусвоения, а также снижается содержание усвояемых форм фосфора, кальция, молибдена и углекислоты. Неблагоприятную реакцию почвы лучше всего устраняет известкование.

        Размеры симбиотической азотфиксации определяются в значительной степени условиями питания растения-хозяина, а не клубеньковых бактерий. Клубеньковые бактерии как эндотрофные симбионты растений зависят в основном от растения при получении углеродсодержащих веществ и минеральных элементов питания.

        Для клубеньковых бактерий ткань хозяина представляет такую питательную среду, которая может удовлетворить даже самый требовательный штамм вследствие содержания в ткани всех типов питательных веществ. Тем не менее после внедрения клубеньковых бактерий в ткань растения-хозяина их развитие определяется не только внутренними процессами, но и в значительной степени зависит от действия внешних факторов, оказывающих влияние на весь ход инфекционного процесса. Содержание или отсутствие того или иного питательного вещества в окружающей среде может быть определяющим моментом для проявления симбиотической азотфиксации.

        Степень обеспеченности бобовых растений доступными формами минеральных соединений азота определяет эффективность симбиоза. На основании многочисленных лабораторных и вегетационных опытов известно, что чем больше азотсодержащих соединений в окружающей среде, тем с большим трудом внедряются бактерии в корень.

        Сельскохозяйственная практика требует однозначно решить задачу — целесообразнее удобрять бобовые культуры азотом или же правы те исследователи, которые утверждают, что минеральный азот подавляет симбиотическую азотфиксацию бобовых культур и поэтому экономически выгоднее такие растения азотом не удобрять. На кафедре агрономической и биологической химии Московской сельскохозяйственной академии им. К. А. Тимирязева были проведены опыты, результаты которых дали возможность получить картину поведения симбионтов в условиях вегетационных и полевых опытов при обеспеченности растений разными дозами азота в среде. Установлено, что повышение содержания растворимых азотсодержащих соединений в среде в полевых условиях при оптимальных условиях произрастания растений не препятствует их симбиозу с клубеньковыми бактериями. Снижение доли атмосферного азота, усваиваемого растениями при повышенной обеспеченности минеральным азотом, имеет только относительный характер. Абсолютное количество азота, усвоенного бактериями из атмосферы, практически не снижается, даже нередко увеличивается по сравнению с растениями, выращивающимися в присутствии клубеньковых бактерий, но без внесения в почву азота.

        Большое значение в активации усвоения азота бобовыми растениями имеет фосфорное питание. При низком содержании фосфора в среде проникновение бактерий в корень происходит, но клубеньки при этом не образуются. Бобовым растениям присущи некоторые особенности в обмене фосфорсодержащих соединений. Семена бобовых отличаются повышенным содержанием фосфора. Запасной фосфор при прорастании семян используется не так, как У Других культур,— сравнительно равномерно для формирования всех органов, а в большей степени сосредоточиваясь в корнях. Поэтому в ранние сроки развития бобовые растения, в отличие от злаковых, в большей степени удовлетворяют свои потребности в фосфоре за счет семядолей, а не запасов почвы. Чем крупнее семена, тем меньше бобовые растения зависят от фосфора почвы. Однако при симбиотическом способе существования потребность бобовых растений в фосфоре выше, чем при автотрофном. Поэтому при недостатке фосфора в среде у инокулированных растений ухудшается снабжение растений азотом.

        Бобовые растения, как известно, выносят с урожаем значительно больше калия, чем другие сельскохозяйственные культуры. Поэтому калийные и особенно фосфорно-калийные удобрения существенно повышают продуктивность азотфиксации бобовыми растениями.

        Положительное действие калия на образование клубеньков и интенсивность азотфиксации связано в значительной степени с физиологической ролью калия в углеводном обмене растения.

        Кальций нужен не только для устранения излишней кислотности почвы. Он играет специфическую роль в развитии клубеньковых бактерий и обеспечении нормального симбиоза бактерий с растением-хозяином. Потребность клубеньковых бактерий в кальции частично может быть компенсирована стронцием. Интересно, что клубеньковые бактерии тропических культур, растущих на кислых латеритных почвах, не нуждаются в кальции. В этом опять проявляется экологическая адаптация клубеньковых бактерий, поскольку тропические почвы содержат очень небольшие количества кальция.

        Для симбиотической азотфиксации необходимы также магний, сера и железо. При недостатке магния тормозится размножение клубеньковых бактерий, снижается их жизнедеятельность, подавляется симбиотическая азотфиксация. Сера и железо оказывают также благоприятное влияние на образование клубеньков и процесс азотфиксации, в частности играя несомненную роль в синтезе леггемоглобина.

        Из микроэлементов особо отметим роль молибдена и бора. При недостатке молибдена клубеньки плохо образуются, в них нарушается синтез свободных аминокислот и подавляется синтез леггемоглобина. Молибден вместе с другими элементами с переменной валентностью (Fe, Сo, Сu) служит посредником при переносе электронов в окислительно-восстановительных ферментных реакциях. При дефиците бора в клубеньках не формируются сосудистые пучки, и вследствие этого нарушается развитие бактероидной ткани.

        На формирование клубеньков у бобовых растений большое влияние оказывает углеводный обмен растений, определяемый рядом факторов: фотосинтезом, наличием в среде углекислого газа, физиологическими особенностями растений. Улучшение углеводного питания благоприятно сказывается на инокуляционном процессе и азотонакоплении. С . практической точки зрения большой интерес представляет использование соломы и соломистого свежего навоза для удобрения бобовых растений как источника углеводов. Но в первый год после внесения соломы в почву при ее разложении накапливаются токсические вещества. Следует отметить, что не все виды бобовых растений чувствительны к токсическим продуктам распада соломы; горох, например, не реагирует на них.

        Определенное значение в симбиозе клубеньковых бактерий и бобовых растений имеют биологические факторы.

        Большое внимание уделяется влиянию ризосферной микрофлоры на клубеньковые бактерии, которое может иметь как стимуляционный, так и антагонистический характер в зависимости от состава микроорганизмов ризосферы.

        Много работ посвящено изучению фагов клубеньковых бактерий. Большинство фагов спо собны лизировать различные виды бактерий, некоторые специализированы лишь в отношении отдельных видов или даже штаммов клубеньковых бактерий. Фаги могут препятствовать внедрению бактерий в корень, вызывать лизис клеток в ткани клубенька. Фаги наносят большой ущерб, лизируя препараты клубеньковых бактерий на заводах, вырабатывающих нитрагин.

        Среди различных видов насекомых, наносящих вред клубеньковым бактериям, особенно выделяется полосатый клубеньковый долгоносик, личинки которого разрушают клубеньки па корнях многих видов бобовых растений (главным образом однолетних). Широко распространен и щетинистый клубеньковый долгоносик.

        Ранней весной самки клубеньковых долгоносиков откладывают от 10 до 100 яиц. Через 10—15 дней из яиц развиваются небольшие (до 5,5 мм), червеобразные, согнутые, белые, со светло-бурой головкой личинки, питающиеся преимущественно клубеньками и корневыми волосками. Только что вылупившиеся личинки проникают в клубенек и питаются его содержимым. Более взрослые личинки разрушают клубеньки снаружи. Одна личинка за 30—40 дней уничтожает 2—6 клубеньков. Особенно большой вред они наносят в сухую и жаркую погоду, когда развитие растений замедляется.

        Клубеньки люцерны и некоторых других видов бобовых растений повреждает также большой люцерновый долгоносик.

        Самки жука откладывают до 400 яиц, из которых развиваются безногие, дугообразные, желтовато-белые, с бурой головкой, покрытые бурыми щетинками личинки. Их длина 10— 14 мм. Цикл развития большого люцернового долгоносика протекает в течение двух лет.

        Наличие нематод в корневой зоне различных видов бобовых растений отмечают многие исследователи. В прикорневой зоне гороха, например, обнаружено 47 видов нематод, среди них 25 паразитических.

        На корнях молодых растений фасоли, люпина, клевера может паразитировать широко распространенная ростковая нематода. Самки этого вида, питающиеся корнями растений, откладывают яйца в ткани растения. Весь жизненный цикл развивающейся из яиц нематоды протекает обычно внутри тканей.

        В степных районах на корнях люцерны, клевера и сои обнаружена степная нематода. Самки перед откладкой яиц проникают в корень, куда откладывают от 12 до 20 яиц. В корнях личинки проходят три личиночные стадии развития, нарушая функции корня и клубеньков.

        Распространение клубеньковых бактерий в природе. Являясь симбиотическими организмами, клубеньковые бактерии распространяются в почвах, сопутствуя определенным видам бобовых растений. После разрушения клубеньков клетки клубеньковых бактерий попадают в почву и переходят к существованию за счет различных органических веществ подобно другим почвенным микроорганизмам. Почти повсеместное распространение клубеньковых бактерий является доказательством высокой степени их адаптируемости к различным почвенноклиматическим условиям, способности вести симбиотический и сапрофитный способ жизни.

        Схематизируя имеющиеся к настоящему времени данные по распространению клубеньковых бактерий в природе, можно сделать следующие обобщения.

        В целинных и окультуренных почвах присутствуют обычно в больших количествах клубеньковые бактерии тех видов бобовых растений, которые имеются в составе дикой флоры или культивируются длительное время в данной местности. Численность клубеньковых бактерий всегда наивысшая в ризосфере -бобовых растений, несколько меньше их в ризосфере других видов и мало в почве вдали от корней.

        В почвах встречаются как эффективные, так и неэффективные клубеньковые бактерии. Имеется много данных о том, что длительное сапрофитное существование клубеньковых бактерий, особенно в почвах с неблагоприятными свойствами (кислых, засоленных), ведет к снижению и даже утрате активности бактерий.

        Перекрестная заражаемость разных видов бобовых растений нередко приводит в природе и сельскохозяйственной практике к появлению на корнях клубеньков, недостаточно активно фиксирующих молекулярный азот. Это, как правило, зависит от отсутствия в почве соответствующих видов клубеньковых бактерий.

        Особенно часто такое явление наблюдается при использовании новых видов бобовых растений, которые либо заражаются неэффективными видами бактерий перекрестных групп, либо развиваются без клубеньков.

        Клубеньки у растений, не относящихся к бобовым.

        Корневые клубеньки или образования, напоминающие клубеньки, широко распространены на корнях не только бобовых растений. Они обнаружены у голосеменных и покрытосеменных двудольных растений.

        Имеется до 200 видов различных растений, связывающих азот в симбиозе с микроорганизмами, образующими клубеньки на их корнях (или листьях).

        Клубеньки голосеменных растений (порядки Cycadales — саговники, Ginkgoales — гиикговые, Coniferales — хвойные) имеют ветвящуюся коралловидную, сферическую или четковидную форму. Они представляют собой утолщенные, видоизмененные боковые корни. Природа возбудителя, вызывающего их образование, до сих пор не выяснена. Эндофиты голосеменных растений относят и к грибам (фикомицетам), и к актиномицетам, и к бактериям, и к водорослям. Некоторые исследователи предполагают существование множественного симбиоза. Например, считают, что у саговников в симбиозе принимают участие азотобактер, клубеньковые бактерии и водоросли. Также не решен вопрос и о функции клубеньков у голосеменных. Ряд ученых пытается в первую очередь обосновать роль клубеньков как азотфиксаторов. Некоторые исследователи рассматривают клубеньки подокарповых как резервуары воды, а клубенькам саговников нередко приписывают функции воздушных корней.

        У ряда представителей покрытосеменных двудольных растений клубеньки па корнях были обнаружены свыше 100 лет назад.

        Сначала остановимся на характеристике клубепьков деревьев, кустарников и полукустарников (семейства Coriariacoae, Myricaceae, Веtulaceae, Casuarinaceae, Elaeagnaceae, Rhamnaceae), входящих в эту группу. Клубеньки большинства представителей данной группы — коралловидные гроздья розово-красного цвета, с возрастом приобретающие коричневую окраску. Имеются данные о наличии в них гемоглобина. У видов рода Elaeagnus (лоховые) клубеньки белого цвета.

        Нередко клубеньки имеют большие размеры. У казуарин (Casuarina) они достигают в длину 15 см. Функционируют несколько лет.

        Растения с клубеньками распространены в разных климатических поясах или приурочепы к определенному ареалу. Так, Shepherdia и Ceanothus встречаются только в Северной Америке, Casuarina — преимущественно в Австралии. Значительно шире распространены лоховые и облепиха.

        Многие растения рассматриваемой группы произрастают на бедных питательными элементами почвах — песках, дюнах, скальных породах, болотах.

        Подробнее всего изучены клубеньки ольхи (Alnus), в частности A. glutinosa, обнаруженные еще в 70-х годах прошлого столетия М. С. Ворониным (рис. 167). Существует предположение, что клубеньки свойственны не только современным, по и вымершим видам ольхи, поскольку их находили на корнях ископаемой ольхи в третичных отложениях долины реки Алдана — в Якутии.



        Эндофит в клубеньках полиморфен. Он обычно встречается в виде гиф, везикул и бактероидов (рис. 168). Таксономическое положение эндофита до сих пор не установлено, поскольку многочисленные попытки выделить его в чистую культуру оказывались бесплодными, а если и удавалось выделить культуры, они оказывались невирулентными.



        Основное значение всей зтой группы растений, по-видимому, заключается в способности фиксировать молекулярный азот в симбиозе с эндофитом. Произрастая в областях, где разведение сельскохозяйственных растений с точки зрения экономики нерационально, они играют роль пионеров в освоении земли. Так, ежегодная прибавка азота в почве дюн Ирландии (мыс Верде) под посадками Casuarina equisetifolia достигает 140 кг/га. Содержание азота в почве под ольхой на 30—50% выше, чем под березой, сосной, ивой. В высушенных листьях ольхи азота вдвое больше, чем в листьях других древесных растений. По расчетам А. Виртанена (1962), роща ольхи (в среднем 5 растений на 1 м2) дает за 7 лет прибавку азота 700 кг/га.

        Значительно реже клубеньки встречаются у представителей семейства Zygophyllaceae (парнолистниковые). Впервые они были обнаружены Б. Л. Исаченко (1913) на корневой системе Tribulus terrestris. Позднее клубеньки были найдены и у других видов якорцев.

        Большинство представителей семейства Zygophyllaceae — ксерофитные кустарники или многолетние травы. Они распространены в пустынях тропических и субтропических областей, растут и на песчаных дюнах, пустошах и болотах умеренного пояса.

        Интересно отметить, что такие тропические растения, как парнолистник ярко-красный, образуют клубеньки только при высокой температуре и низкой влажности почвы. Увлажнение почвы до 80% от полной влагоемкости препятствует формированию клубеньков. Как известно, у бобовых растений умеренного климата наблюдается обратное явление. При недостаточной влажности они не образуют клубеньков.

        Клубеньки у растений семейства парнолистниковых различаются размерами и расположением на корневой системе. Крупные клубеньки обычно развиваются на главном корне и близко от поверхности почвы. Более мелкие находятся на боковых корнях и на большей глубине. Иногда клубеньки образуются на стеблях, если они лежат на поверхности почвы.

        Клубеньки у якорцев наземных на песках вдоль Южного Буга имеют вид мелких белых слегка заостренных или круглых бородавок.

        Они обычно покрыты сплетением грибных гиф, проникающих внутрь коры корня.

        У парнолистника ярко-красного клубеньки представляют собой концевые утолщения боковых корней растений. В клубеньках обнаруживаются бактероиды; бактерии очень напоминают клубеньковые.

        Клубеньки тропических растений Tribulus cistoides твердые, округлые, около 1 мм в диаметре, соединены с корнями широким основанием, на старых корнях нередко мутовчатые. Чаще располагаются на корнях, чередуясь, с одной или с двух сторон (рис. 169). Для клубеньков характерно отсутствие зоны меристемы. Подобное явление отмечается при образовании клубеньков у хвойных растений. Клубенек поэтому возникает за счет деления клеток перицикла стелы.



        Гистологическое изучение клубеньков Tribulus cistoides на разных стадиях развития показало, что в них отсутствуют микроорганизмы. На основании зтого, а также скопления в клубеньках больших количеств крахмала их считают образованиями, выполняющими функцию обеспечения растений запасными питательными веществами.



        Клубеньки вейника лесного — сферические или несколько удлиненные образования до 4 мм в диаметре, плотно сидящие на корнях растений (рис. 170). Цвет молодых клубеньков чаще всего белый, изредка розоватый, старых — желтый и бурый. Клубенек связан с центральным цилиндром корня широким сосудистым пучком. Так же как и у Tribulus cistoides, клубеньки вейника имеют кору, коровую паренхиму, эндодерму, перициклическую паренхиму и сосудистый пучок (рис. 171).



        Бактерии в клубеньках вейника лесного очень напоминают клубеньковых бактерий бобовых растений.

        Клубеньки найдены на корнях капусты и редьки — представителей семейства крестоцветных. Предполагается, что их образуют бактерии, которые обладают способностью связывать молекулярный азот.

        Среди растений семейства мареновых клубеньки встречаются у кофейных Coffea robusta и Coffea klainii. Они дихотомически ветвятся, иногда уплощены и имеют вид опахала. В тканях клубенька встречаются бактерии и бактероидные клетки. Бактерии, по мнению Стейарта (1932), относятся к Rhizobium, но названы им Bacillus coffeicola.

        Клубеньки у растений семейства розанных были обнаружены на дриаде (куропаточьей траве). У двух других представителей этого семейства — Purshia tridentata и Cercocarpus betuloides — описаны типичные коралловидные клубеньки. Однако никаких данных о строении этих клубеньков и природе их возбудителя в литературе нет.

        Из семейства вересковых можно упомянуть только одно растение — медвежье ушко (или толокнянка), имеющее клубеньки на корневой системе. Многие авторы считают, что зто коралловидные зктотрофные микоризы.

        У покрытосеменных однодольных растений клубеньки распространены среди представителей семейства злаковых: лисохвоста лугового, мятлика лугового, волоснеца сибирского и волоснеца солончакового. Клубеньки образуются на концах корней; бывают продолговатыми, округлыми, веретеновидными. У лисохвоста молодые клубеньки светлые, прозрачные или полупрозрачные, с возрастом приобретают бурую или черную окраску. Данные о наличии бактерий в клетках клубеньков разноречивы.

        Листовые клубеньки.

        Известно свыше 400 видов различных растений, образующих клубеньки на листьях. Наиболее хорошо изучены клубеньки у Pavetta и Psychotria. Они располагаются на нижней поверхности листьев вдоль основной жилки или рассеяны между боковыми жилками, имеют интенсивный зеленый цвет. В клубеньках сконцентрированы хлоропласты и танин. При старении на клубеньках часто появляются трещины.

        Сформировавшийся клубенек заполнен бактериями, инфицирующими листья растения, очевидно, в момент прорастания семян. При выращивании стерильных семян клубеньки не возникают и растения развиваются хлоротичными. Выделенные из листовых клубеньков Psychotria bacteriopbyla бактерии оказались принадлежащими к роду Klebsiella (К. rubiacearum). Бактерии фиксируют азот не только в симбиозе, но и в чистой культуре — до 25 мг азота на 1 г использованного сахара. Надо полагать, что они играют немаловажную роль в азотном питании растений на малоплодородных почвах. Есть основания полагать, что они снабжают растения не только азотом, но и биологически активными веществами.

        Иногда на поверхности листьев можно увидеть глянцевые пленки или разноцветные пятна. Их образуют микроорганизмы филлосферы — особая разновидность эпифитных микроорганизмов, которые также участвуют в азотном питании растений. Бактерии филлосферы преимущественно олигонитрофилы (живут за счет ничтожных примесей азотсодержащих соединений в среде и, как правило, фиксируют небольшие количества молекулярного азота), тесно контактирующие с растением.

Жизнь растений: в 6-ти томах. — М.: Просвещение. Под редакцией А. Л. Тахтаджяна, главный редактор чл.-кор. АН СССР, проф. А.А. Федоров. 1974.

Тест по биологии в 7 классе «Многообразие прокариот»

Тест по биологии в 7 классе

«Многообразие прокариот»

По линии учебников Н.И.Сонина, В.Б.Захарова

Подготовила: учитель биологии

филиала МБОУ Мурзицкой СОШ – Кочетовская ООШ

с. Кочетовка Мокеева Светлана Николаевна

Тестовые задания с выбором одного правильного ответа

1. Самое древнее подцарство их ныне живущих прокариот …

А) Настоящие бактерии

Б) Оксифотобактерии

В) Архебактерии

Г) Клубеньковые бактерии

2. Метанообразующие бактерии относятся к подцарству …

А) Настоящие бактерии

Б) Оксифотобактерии

В) Архебактерии

Г) Клубеньковые бактерии

3. В чем пользу клубеньковых бактерий?

А) Участвуют в переваривании пищи

Б) Обогащают почву соединениями азота

В) Участвуют в приготовлении сыра

Г) Участвуют в приготовлении кумыса

4. Бактерии рода анабена относятся к подцарству …

А) Настоящие бактерии

Б) Оксифотобактерии

В) Архебактерии

Г) Клубеньковые бактерии

5. Какая из единиц самая крупная?

А) Подцарство Архебактерии

Б) Подцарство Оксифотобактерии

В) Царство Прокариоты

Г) Подцарство Настоящие бактерии

6. Галобактерии относятся к подцарству …

А) Настоящие бактерии

Б) Оксифотобактерии

В) Архебактерии

Г) Клубеньковые бактерии

7. Цианобактерии – это в большинстве случаев …

А) Разрушители органического вещества

Б) Гетеротрофы

В) Хемосинтетики

Г) Автотрофы

8. Какие бактерии живут в соленых озерах?

А) Цианобактерии

Б) Метанообразующие

В) Галобактерии

Г) Клубеньковые

9. Каких бактерий называют «синезеленые водоросли»?

А) Цианобактерии

Б) Метанообразующие

В) Галобактерии

Г) Клубеньковые

10. В каких условиях обитают метанобразующие бактерии?

А) Повышенная соленость

Б) Аэробные

В) Анаэробные

Г) Повышенная освещенность

11. Представители какого подцарства могут окислять серу?

А) Настоящие бактерии

Б) Оксифотобактерии

В) Архебактерии

Г) Клубеньковые бактерии

12. Какие бактерии вызывают «цветение» воды в прудах?

А) Цианобактерии

Б) Метанообразующие

В) Галобактерии

Г) Клубеньковые

Правильные ответы:

1-В

2-В

3-Б

4-Б

5-В

6-В

7-Г

8-В

9-А

10-В

11-В

12-А

Бобовые, подготовка к ЕГЭ по биологии

Семейство бобовые (мотыльковые) относится к классу двудольных. Большое по численности: насчитывает около 24 тысяч видов. Распространены по всему свету, большая часть сосредоточена в тропиках, субтропиках и теплых умеренных областях. Среди бобовых можно встретить все жизненные формы от трав до древесных растений высотой 60-80 метров.

Азотофиксирующие бактерии

Особо важно отметить клубеньковые бактерии — род азотофиксирующих бактерий. Клубеньковые бактерии очень важны для нормального роста и развития бобовых растений. Они обладают способностью переводить атмосферный азот в доступные для растений формы, играют значительную роль в круговороте азота.

Клубеньковые бактерии скапливаются на корнях бобовых растений в клубеньках. Это симбиоз, взаимовыгодные отношения: бактерии получают от растения питательные вещества, а растение от бактерий — азотсодержащие соединения, которые растение может усвоить , в отличие от атмосферного азота.

Фермеры очень ценят бобовые растения, такие как клевер и люцерна. После нескольких лет посадки культурных растений на поле, почва истощается, в ней уменьшается концентрация азотсодержащих веществ. Для «отдыха земли» раз в несколько лет поле засеивается бобовыми растениями, в ней активно идут процессы образования азотсодержащих соединений — «почва отдыхает». На следующий год урожай превосходит все ожидания.

Общие признаки бобовых

Листья мотыльковых сложные: тройчатые (клевер, соя, фасоль), парноперистые (арахис, акация), непарноперистые, пальчатые (люпин) с прилистниками.

Цветки собраны в соцветия: кисть (люпина, донника), головка (клевер), метелка.

Околоцветник двойной, 5 сросшихся чашелистиков образуют чашечку, 5 лепестков — венчик. Венчик имеет необыкновенно интересное строение! Самый крупный лепесток называется «парус», он служит для привлечения насекомых-опылителей. Два боковых лепестка называют «веслами», они используются насекомыми как посадочная площадка. Два сросшихся между собой лепестка называют «лодочка», они образуют защитный футляр, который препятствует проникновения в цветок мелких насекомых, поедающих пыльцу.

Тычинок 9, срастающихся между собой, и 1 свободная — у гороха. Может быть 10 свободных тычинок, либо — 10 сросшихся, к примеру, у ракитника.

Формула цветка гороха Ч(5)Л1,2,(2)Т(9),1П1

Предлагаю расшифровать формулу. Если вы хорошо разбираетесь в формулах, можете просто пропустить этот абзац. В формуле зашифрованы

  • Ч(5) — 5 сросшихся чашелистиков
  • Л1,2,(2) — 5 лепестков, расположенных в одном круге, но отличающиеся по размерам и форме разделяются запятой, два сросшиеся лепестка, образующие лодочку, берут в скобки ()
  • Т(9),1 — в одном круге лежат 9 сросшихся тычинок и одна свободная
  • П1 — пестик 1

Плоды — бобы. Семена лежат на створках, в отличие от стручков, у которых семена расположены на перегородке.

Значение бобовых
  • Азотонакопители почвы
  • За счет симбиоза с клубеньковыми бактериями почва обогащается азотом в виде, усваиваемом растениями.

  • Пищевое
  • Богаты белком. Семена фасоли содержат до 29% белка, бобы — до 35%, арахис и соя — до 44%. К культурным пищевым видам относятся горох, чечевица, бобы, арахис, соя. Служат кормом для животных — клевер, люцерна.

  • Медоносы
  • Медоносы, многие бобовые и другие растения, посещаемые пчелами для сбора пыльцы, нектара с цветков. В ульях эти продукты перерабатываются и идут на создание меда.

  • Техническое — из бобовых изготавливают клей, масло, лаки
  • Декоративное — желтая акация (карагана), люпин, душистый горошек

© Беллевич Юрий Сергеевич 2018-2021

Данная статья написана Беллевичем Юрием Сергеевичем и является его интеллектуальной собственностью. Копирование, распространение (в том числе путем копирования на другие сайты и ресурсы в Интернете) или любое иное использование информации и объектов без предварительного согласия правообладателя преследуется по закону. Для получения материалов статьи и разрешения их использования, обратитесь, пожалуйста, к Беллевичу Юрию.

Корневой узелок — обзор

10.2 Обзор образования клубенька

Нодуляция — это процесс, специфичный для хозяина, при котором каждый ризобий имеет определенный диапазон растений-хозяев (Таблица 10-1). Ризобии, обычно встречающиеся в почве, реагируют на корневую среду растения (ризосферу), увеличивая численность своей популяции и прикрепляясь к поверхности корня. Находясь в совместимом взаимодействии (т. Е. Соответствующий симбионт с подходящим хозяином), бактерии прикрепляются к корневым волоскам и распознают сигналы флавоноидов (вторичные метаболиты растений), выделяемые растением.Каждый ризобий эволюционировал совместно, чтобы распознавать определенную смесь флавоноидов, выделяемую его совместимым хозяином. Распознавание этого сигнала приводит к de novo транскрипции клубеньковых ( nod ) генов у симбионта. Эти nod генов, в свою очередь, кодируют ферменты, которые синтезируют уникальную сигнальную молекулу, сигнал Nod, который выделяется из бактерии и распознается растением-хозяином. Сигнал Nod представляет собой модифицированную молекулу липохитина, и ризобии, по-видимому, являются единственными прокариотами, способными производить такую ​​молекулу.В самом деле, обладание генами nod в значительной степени определяет, способны ли ризобии формировать N 2 -фиксирующий симбиоз.

Таблица 10-1. Избранные виды ризобий и примеры диапазона хозяев.

Виды Ареал хозяев
Rhizobium leguminosarum bv. phaseoli Фасоль обыкновенная
Rhizobium leguminosarum bv. trifolii Клевер
Rhizobium leguminosarum bv. Viceae a Горох, вика
Rhizobium tropici Фасоль обыкновенная
Rhizobium etli a фасоль обыкновенная 32 Lotus japonicus
Azorhizobium caulinodans Sesbania
Sinorhizobium meliloti a Alfalfa, Medicagoii truncizobium

05

05 Medicagoii truncizobium Medicagoii truncizobian

Bradyrhizobium japonicum a Соя, вигна, маш
Bradyrhizobium elkanii Соя, вигна, маш

Специфический химический состав сигнала корня Обиальный симбионт и совместно эволюционировал, чтобы быть узнаваемым только совместимым бобовым хозяином.Следовательно, именно эта химия и системы распознавания, включающие диффузные сигналы, определяют специфичность хозяина. Распознавание липо-хитинового сигнала Nod хозяином запускает цепь событий, ведущих в конечном итоге к формированию структуры узелка. Как подробно описано ниже, распознавание Nod-сигнала приводит к быстрым событиям в корневых волосах совместимого хозяина и к модификации нормального полярного роста корневых волос, так что волосковая клетка скручивается на его кончике. Это часто приводит к появлению «пробкового винта», и ризобии колонизируют полость, образованную завитком.Впоследствии бактерии проникают в корневые волоски по механизму, который до сих пор не изучен. Проникновение, по-видимому, связано с формой эндоцитоза, так что бактерии никогда не бывают свободными в цитоплазме, а ограничиваются мембраной и трубкой, заключенной в клеточную стенку (инфекционная нить), которая начинается в локоне, а затем распространяется внутриклеточно вниз по корневым волоскам. клетка. Затем инфекционная нить продолжает свой рост в кору, где разветвляется на вновь формирующийся зачаток узелка.Аппарат биосинтеза клеточной стенки, который обычно используется для разделения между двумя делящимися дочерними клетками, адаптируется вторгающимися ризобиями, чтобы сформировать инфекционную нить.

Молекулы липохитина, продуцируемые ризобиями, являются биологически активными при концентрации <1 нМ. Добавление очищенного или химически синтезированного сигнала Nod может вызвать деформацию корневых волосков, но не скручивание корневых волосков, что, по-видимому, требует присутствия бактерий. Один только сигнал Nod может запускать деление клеток в коре корня и приводить к образованию зачатка узелка.Это событие включает активацию клеточного цикла в покоящихся корковых клетках. Действительно, клетки в зоне узелка, которые в конечном итоге будут инфицированы, подвергаются циклам эндоредупликации, ведущим к полиплоидии. Механизмы, с помощью которых сигнал Nod вызывает эти изменения, до сих пор неизвестны.

В какой-то момент ризобии в нити инфекции достигают клетки, которую они заражают. Высвобождение бактерий из инфекционного потока снова напоминает эндоцитоз, поскольку приводит к образованию мембраносвязанного компартмента, в котором бактерии существуют как внутриклеточные симбионты.Этот мембраносвязанный компартмент был назван «симбиосомом», чтобы привлечь внимание как к его квазиорганелларной природе, так и к его сходству со структурами, обнаруженными у множества внутриклеточных бактериальных симбионтов как у растений, так и у животных. Симбиосом является единицей биологической фиксации N 2 , потому что его мембрана опосредует взаимодействие с клеткой-хозяином (например, для поглощения питательных веществ и выделения аммиака), тогда как бактерии индуцируют весь механизм фиксации N 2 . Ризобии в симбиосомах дифференцируются и индуцируют множество новых ферментных систем и часто принимают более крупную, более протяженную (иногда разветвленную) форму.По этим причинам для обозначения внутриклеточного симбионта используется специальный термин «бактероид».

Узелок — узкоспециализированный орган [1]. Известны два морфологических типа клубеньков, которые определяются растением-хозяином (рис. 10-1). Первый тип называется неопределенным, и эти клубеньки встречаются, например, на клевере и люцерне. Они выглядят как модифицированные боковые корни с конечной апикальной меристемой, но с латеральной сосудистой тканью. Поскольку эти узелки растут из кончика за счет новых клеточных делений, полную серию развития узелка можно увидеть в поперечном сечении.По порядку от кончика такие узелки имеют зону прединфекции, зону инфицирования, зону фиксации и, наконец, зону стареющей ткани. Напротив, второй тип, называемый детерминированными клубеньками, которые образуются на таких растениях, как соя и фасоль, инициируется делением кортикальных клеток, но в значительной степени растет за счет размножения клеток и приводит к образованию глобулярной структуры клубеньков. Определенные узелки также обладают тканью периферических сосудов, но, поскольку развитие происходит по радиальному типу, отдельные зоны различить труднее.

Рисунок 10-1. Графическое изображение анатомического строения детерминированных (слева) и неопределенных (справа) узелков. Периферическая сосудистая ткань разделяет внешнюю и внутреннюю кору. Четкие зоны развития трудно различить в определенных узелках. Неопределенные клубеньки имеют стойкую апикальную меристему (M) и показывают четкие зоны, обозначающие стадии развития клубеньков: 1, зона преинфекции; 2 — зона заражения; 3 — зона фиксации; 4, зона старения. Базовая линия представляет поверхность корня.

Внутри как детерминантных, так и неопределенных конкреций очень низкие уровни O 2 . Физический барьер для проникновения O 2 существует внутри внешней коры узелка, а леггемоглобин, который специфически продуцируется в узелках, связывает доступный O 2 внутри узелка. Низкая концентрация O 2 важна, потому что нитрогеназа быстро денатурируется (инактивируется) O 2 . Парадоксально, но ризобии — облигатные аэробы, поэтому для дыхания им требуется O 2 .Бактероиды обходят этот кажущийся парадокс, выражая высокоаффинную дыхательную систему, которая функционирует с использованием O 2 , переданного непосредственно из леггемоглобина. Следовательно, бактероиды способны осуществлять аэробный метаболизм, даже несмотря на то, что уровни свободного O 2 очень низкие.

Узелок — настоящий орган, потому что он демонстрирует клеточную специализацию. Инфицированные клетки, содержащие симбиосомы, осуществляют биологическую фиксацию N 2 . Каждая инфицированная клетка также контактирует по крайней мере с одной неинфицированной клеткой.N, зафиксированный в инфицированной клетке, переносится в неинфицированную клетку, где он встраивается. Бобовые культуры умеренного климата, которые в основном образуют неопределенные клубеньки, в значительной степени включают фиксированный азот в амиды (например, аспарагин), которые используются для переноса фиксированного азота в верхнюю часть растения. Тропические бобовые, которые в основном образуют детерминантные клубеньки, включают фиксированный азот в уреиды (например, аллантоин), которые также действуют как переносчики фиксированного азота. Транскрипция ферментов для ассимиляции азота, утилизации углерода, развития клубеньков и т. Д., часто повышается до высоких уровней во время клубеньков. Первоначально считалось, что некоторые из этих генов специфичны для клубеньков, поэтому их продуктам было дано специальное название — нодулины. Однако дополнительные исследования показали, что эти гены, вероятно, были рекрутированы из уже существующих систем, и только их регуляция является чувствительной к клубенькам. Нодулины, продуцируемые в течение первых 48 часов или около того после инокуляции ризобий, называются «ранними нодулинами» и, как полагают, в основном действуют при инфекции и развитии узелков.«Поздние нодулины» включают генные продукты, которые, как считается, участвуют в метаболизме клубеньков, фиксации N 2 и поддержании клубеньков. Однако, хотя эти различия были исторически полезными, недавние данные размыли их, и клубеньки более правильно рассматривать как континуум.

Растения | Бесплатный полнотекстовый | Молекулярная основа симбиоза корневых клубеньков между Bradyrhizobium и «Crack-Entry» бобовым арахисом (Arachis hypogaea L.)

Ризобии представляют собой коллекцию диазотрофов, принадлежащих к классу α-протеобактерий, который включает роды Rhizobium, Bradyrhizobium, Sinorhizobium, Azorhizobium , Methylobacterium, Phyllobacterium, Ochrobactrum, Shinella и Devosia.Описаны также некоторые другие клубеньковые бактерии, принадлежащие к родам Burkholderia, Cupriavidus и Herbaspirillum, относящиеся к классу β-протеобактерий [17]. Стоит упомянуть, что Bradyrhizobium занимает базальное положение среди всех азотфиксирующих ризобий [18] и, как сообщается, участвует в эндофитных или симбиотических ассоциациях с корнями растений [19]. Арахис образует эффективные клубеньки с ризобиями, принадлежащими к роду Bradyrhizobium [20,21]. Морфофизиологические и молекулярные методы сообщают о высоком уровне видового разнообразия и эффективности фиксации симбионтов из разных географических регионов [22].Вариабельность эффективности фиксации, безусловно, связана с внутренними особенностями каждого партнера и способностью растений-хозяев распознавать и удерживать совместимого партнера [23]. Возможно, этот процесс включает сложный эволюционный феномен, включающий горизонтальный перенос симбиотических генов в штаммы ризобий и специфические генотипы бобовых, расположенные в различных географических зонах [24]. Например, анализ 16S / 23S 35 штаммов из рода Bradyrhizobium показал очень высокое сходство (95% –100%), а также подтвердил, что Bradyrhizobium является основным симбиотиком клубеньков корня, щедрым для развития клубеньков у арахиса во всем мире [21,24] .Филогенетический анализ также выявил присутствие новой подгруппы Bradyrhizobium, образующей симбиотическую ассоциацию с арахисом. Недавние исследования выявили новые геновиды Bradyrhizobium, участвующие в клубеньке [21,25]. Хорошо подтвержденные группы, полученные на основе последовательностей межгенных спейсеров (IGS), также были получены с использованием гена nodC, что свидетельствует о том, что области nodC и IGS обычно передаются вертикально. Zazou et al. [26] идентифицировали аналогичные инфекционные штаммы, которые были ранее выделены из клубеньков арахиса, но, что интересно, несколько штаммов были близки к бактериям, ранее выделенным из корней пурпурной фасоли (Macroptilium atropurpureum), акации кольцевой яблони (Faidherbia albida), и вигна (Vigna unguiculata).Это исследование также показало, что арахис может быть клубеньками изолятов Bradyrhizobium сои [27] или вигны [28]. Однако в Аргентине и Марокко было обнаружено, что такие виды, как R. huautlense, R. giardinii, R. galegae и R. tropicii, связаны с образованием клубеньков у арахиса [29,30]; Следовательно, клубеньки у арахиса затрагивают широкий спектр видов Bradyrhizobium.

Род Micromonospora широко распространен в корневых клубеньках бобовых: на примере Lupinus angustifolius

Отбор проб и характеристика почвы

Встречающиеся в природе растения L . angustifolius были собраны в регионах Кастилия и Леон (Кабреризос, 40 ° 58′43 ″ с.ш. – 5 ° 36 ′ 46 ″ з.д. и Саэлисес 40 ° 40′06 ″ с.ш. – 6 ° 38 ′ 02 ″ з.д.) и Эстремадура (Пласенсиа, 39 ° 58′38 ″ с.ш. – 6 ° 2′26 ″ з.д.) расположена на среднем и юго-западе Испании, соответственно, и характеризуется средиземноморским климатом. Различные типы почв образовались из материнских материалов этой местности. Есть кислые почвы на гранитах (Saelices) и сланцах (Plasencia), тогда как основные почвы над песчаниками и конгломератами встречаются в Кабреризосе.Почву, прикрепленную к корням (ризосфера и ризоплан), использовали для определения различных физико-химических параметров. Образцы почвы были высушены на воздухе и просеяны до 2 мм, а анализы были выполнены с фракцией мелкозема (<2 мм). PH измеряли потенциометрически в суспензии почва-вода в соотношении 1: 1 на приборе CRISON digit, micropH 2001. Органическое вещество определяли окислением дихроматом калия, как описано Walkley (1947), а анализ общего содержания органического азота проводился методом Кьельдаля (Bremner and Mulvaney, 1982).Доступные Ca, Mg и K экстрагировали 1 М ацетатом аммония и определяли плазменным ICP-OES ULTIMA-2 Jovin-Yvon mod. Кроме того, доступный P был определен методом Брея II, модифицированным из Брея и Курца (1945).

Изоляция микроорганизмов

С каждого участка собирали от четырех до пяти растений в течение трех лет подряд; стерильные горшки использовались для передачи образцов в лабораторию для немедленного выделения микроорганизмов. Корневые системы тщательно промывали стерильной дистиллированной водой для удаления прилипшей почвы с последующей обработкой ультразвуком для удаления любых возможно захваченных карманов почвы.Чистые корневые клубеньки либо использовали для выделения бактерий, либо хранили в глицерине (20% v v -1 ) при -80 ° C для исследований in situ обнаружения. Клубеньки для выделения микроорганизмов (2–4) были выбраны в основном на основании того, что они были эффективными клубеньками, то есть розово-красным цветом, указывающим на наличие активности азотфиксации. Выделение проводили по методу Винсента (1970) для выделения азотфиксирующих бактерий. Вкратце, промытые узелки стерилизовали поверхность с помощью HgCl 2 (2.5%, вес / объем) в течение 2 минут, пять раз промыли стерильной дистиллированной водой и асептически измельчили, используя стерильную стеклянную палочку. Мацерат высевали на дрожжевой агар с маннитом (YMA, Vincent, 1970) в асептических условиях и планшеты инкубировали в течение 3 недель при 28 ° C. В среду для изоляции не добавляли антибиотики или противогрибковые препараты. Для каждого эксперимента по выделению стерильный, неразрушенный узелок катали по агару YMA и инкубировали в тех же условиях, что и гомогенизированные образцы. Промытый нестерильный узелок также был включен в качестве контроля.Было переработано 64 клубенька: 29 — из девяти растений, собранных в Кабреризосе; 32 клубенька с 12 растений, собранных в Пласенсии, и 10 клубеньков с четырех растений, собранных в Сэлисе. Колонии на чашках для выделения отбирали на основе их морфологического внешнего вида, как описано для Micromonospora (Kawamoto, 1989), собирали под стереоскопическим микроскопом, проверяли на чистоту и наносили штрихами на YMA для получения чистых культур. Кроме того, штаммы окрашивали по Граму с использованием процедуры Doetsch (1981).

Выделение ДНК

Все выделенные бактериальные штаммы выращивали на агаре International Streptomyces Project 2 (Shirling and Gottlieb, 1966) в течение 5 дней при 28 ° C. Отдельную колонию из каждой культуры промывали Трис-ЭДТА (50 мМ Трис-HCl pH 8,0, 10 мМ ЭДТА) с последующим центрифугированием при 10 000 g в течение 5 мин. Экстракцию ДНК проводили с использованием набора для ПЦР REDExtract-N-Amp Plant (Sigma, Steinheim, Германия) в соответствии с инструкциями производителя, но с дополнительной стадией очистки с использованием фенола / хлороформа.

Профилирование BOX – ПЦР

Профили отпечатков пальцев BOX – PCR из бактериальной геномной ДНК были созданы с использованием праймера BOXA1R для 136 изолятов (Versalovic et al., 1994). ПЦР-амплификации для каждого штамма выполняли с использованием смеси для ПЦР, включенной в набор для ПЦР REDExtract-N-Amp Plant (Sigma), в конечном объеме 20 мкл на реакцию и следуя рекомендациям производителя. Параметры термоциклирования были следующими: 7 мин при 95 ° C, 30 циклов по 1 мин при 94 ° C, 1 мин при 52 ° C и 3 мин при 72 ° C, с последующим 10-минутным окончательным удлинением при 72 ° C.Десять микролитров каждого продукта ПЦР загружали в 2% агарозный гель (15 см × 20 см), содержащий 0,5 мкг мл бромистого этидия –1 . Электрофорез проводили при 75 В в течение 3 ч в свежеприготовленном буфере 1X TBE-EDTA при pH 8,0 с использованием источника питания Bio-Rad powerPac 300. Маркер молекулярной массы ДНК XIV (Roche, Mannheim, Germany) использовали в качестве стандарта размера молекул. После электрофореза гели были сфотографированы, сохранены на диске в виде файлов TIFF и импортированы в программный пакет BioNumerics версии 4.5 (Прикладная математика, Синт-Мартенс-Латем, Бельгия). Матрицы подобия денситометрических кривых гелевых треков были рассчитаны с использованием коэффициента корреляции моментов произведения Пирсона с последующим построением дерева с использованием алгоритма UPGMA. Кластеры штаммов определялись на уровне сходства 60%.

Анализ многомерного масштабирования

Все отпечатки пальцев BOX – PCR также сравнивались путем оценки сходства с использованием моментного коэффициента Пирсона и последующего построения карты многомерного масштабирования из полученной матрицы сходства для получения информации о взаимосвязях между микроорганизмами, выделенными из трех разные места.

Амплификация и секвенирование гена 16S рРНК

Ген 16S рРНК 64 штаммов, выбранных из 37 кластеров BOX (1–3 штамма для кластера), амплифицировали с помощью набора REDExtract-N-Amp Plant PCR (Sigma) в 20 мкл реакции с использованием универсального набора праймеров 27f и 1522r (Lane, 1991). Условия амплификации и секвенирования были следующими: 9 мин при 94 ° C, 35 циклов по 1 мин при 94 ° C, 1 мин при 56 ° C и 2 мин при 72 ° C, с последующим 7-минутным окончательным удлинением при 72 ° C. Продукты ПЦР подвергали электрофорезу в 1% агарозных гелях, содержащих бромид этидия (0.5 мкг мл -1 ) с использованием модифицированного трис-ацетатного буфера EDTA (Millipore, Cork, Ирландия). Амплифицированные полосы вырезали и очищали с использованием набора для экстракции геля QIAquick (Qiagen, Hilden, Германия) в соответствии с инструкциями производителей. Последовательные реакции выполняли на секвенаторе ABI377 (Applied Biosystems, Фостер-Сити, Калифорния, США) с использованием набора для циклического секвенирования BigDye terminator v3.0, поставляемого производителем, и с использованием праймеров, описанных ранее (Rivas et al., 2003).Последовательности были выровнены вручную с использованием clustal X (Thompson et al., 1997) и сравнены с другими последовательностями, депонированными в общедоступных базах данных (GenBank / EMBL) и на сервере Eztaxon (http://www.eztaxon.org/; Chun et al. , 2007). Филогенетические расстояния были рассчитаны с помощью 2-параметрической модели Кимуры (Kimura, 1980), а топологии деревьев были выведены с использованием метода объединения соседей (Saitou and Nei, 1987) с использованием 1000 повторений начальной загрузки. Все анализы проводились с использованием программы MEGA 4 (Tamura et al., 2007).

Рост в безазотной среде

Тридцать семь штаммов (по одному представителю от каждого кластера) выращивали в безазотном полутвердом агаре для определения их потенциальной азотфиксирующей активности. Bradyrhizobium sp. ISLU 65 (Jarabo-Lorenzo et al., 2003) использовали в качестве контроля штамма. Штаммы, выращенные на агаре ISP 2, точечно инокулировали на дно пробирок с 10 мл полутвердого агара, который содержал 1% дрожжевого углеродного основания (Difco, Sparks, Мэриленд, США) и 1% благородного агара (Difco).Штаммы инкубировали в темноте при 28 ° C в течение 3 недель. После первого периода инкубации штаммы переносили в свежую среду, используя первые пробирки в качестве источника посева, и инкубировали в течение дополнительного 3-недельного периода. Вышеупомянутую среду с добавлением (NH 4 ) 2SO 4 (2 г л -1 ) использовали в качестве положительного контроля.

Амплификация и секвенирование гена

nifH

Комбинацию тачдауна и вложенной ПЦР использовали для скрининга на наличие генов nifH в штаммах, которые росли в безазотной среде.Были протестированы различные протоколы для успешной амплификации nifH из 7 штаммов. В случае изолята Lupac 08, nifH -подобный фрагмент был амплифицирован и секвенирован с использованием праймеров и процедуры, описанной Valdés et al. (2005). Остальные шесть изолятов амплифицировали с помощью двухэтапной ПЦР. Первый фрагмент размером ~ 650 п.н. амплифицировали из геномной ДНК с использованием смеси наборов для ПЦР REDExtract-N-Amp Plant (Sigma), как описано ранее, в качестве праймеров использовали MGf (5′-IndexTermCACGGATCCGCAAGGGTGGTATT-3 ‘) и MGr2 (5’- IndexTermTGAAGCTTCTCGATGACCGTCATCCG-3 ‘) (Normand et al., 1988). Условиями термоциклера для программы Touchdown PCR были: начальный этап 3 мин при 95 ° C, 10 циклов по 25 с при 94 ° C, 30 с при 64 ° C и 40 с при 72 ° C, со снижением на 0,4 ° C температура отжига в каждом цикле. После завершения программы приземления было выполнено 30 дополнительных циклов при следующих условиях: 25 с при 94 ° C, 30 с при 57 ° C и 40 с при 72 ° C, заканчивая заключительным продлением на 5 минут при 72 ° C.

Вторая (вложенная) ПЦР амплифицировала внутреннюю область фрагмента размером ~ 350 п.н. с использованием праймеров ELA1 (5′-IndexTermATGGCKGCCATGGCCGAG-3 ‘) (Gtari et al., 2007) и PolR (5’-IndexTermATSGCCATCATYTCRCCGGA-3 ‘) (Poly et al., 2001). Матрица для второй ПЦР представляла собой 1 мкл продукта Touchdown PCR. Реакции проводили в 50 мкл реакций, каждая из которых содержала 5 мкл 10 × буфера (Applied Biosystems), 4 мкл 25 мМ MgCl 2 (Applied Biosystems), 2 мкл 0,1% сероальбумина (Sigma), 1,25 мкл dNTP (10 мМ каждый , Applied Biosystems), 0,5 мкл каждого праймера (20 мкМ), 0,4 мкл (5U / мкл) ДНК-полимеразы Taq Gold. Условия ПЦР были: 9 минут при 95 ° C, 30 циклов по 1 минуте при 94 ° C, 1 минуте при 57 ° C, 2 минуты при 72 ° C и окончательное продление на 7 минут при 72 ° C.Очистку продукта ПЦР и секвенирование проводили, как описано выше, с использованием праймера PolR. Третий продукт ПЦР был получен для штамма Lupac 09 с использованием праймеров ELA1 и MGr2 в следующих условиях: 9 мин при 95 ° C, 30 циклов по 1 мин при 94 ° C, 1 мин при 64 ° C и 2 мин при 72 ° C. заканчивая последним продлением на 7 минут при 72 ° C. Этот фрагмент впоследствии секвенировали с использованием праймера NF462 (5′-IndexTermAGGCCGGCGCGTACGAGGAC-3 ‘), разработанного в этом исследовании. Секвенированный фрагмент, который перекрывался с полученными ранее 350 п.н., использовали для конструирования одного контига длиной 619 п.н.

Дизайн и маркировка зондов для FISH

Два зонда, комплементарные гену 16S рРНК Micromonospora и Bradyrhizobium , были сконструированы после выравнивания последовательностей гена 16S рРНК доступных Micromonospora и Stratocaster Brady последовательности, полученные в этом исследовании. Зонды MicromCy5.5 (5′-IndexTermCTGGAGGTTTTGCGGCCA-3 ‘, E. coli позиция 1000) и IsluCy5.5 (5′-IndexTermAGGGTTGCGCCCATTGTCC-3′, E.coli позиция 369) были проверены на возможные цели с помощью Genbank (Blast) и баз данных проекта II базы данных рибосом (программа Probe Match; http://rdp.cme.msu.edu/probematch/search.jsp). В обоих случаях были получены только совпадения, идентифицированные как последовательности Micromonospora или Bradyrhizobium . Олигонуклеотиды были помечены флуорохромом Cy5.5 (индодикарбоцианин) и были синтезированы Isogen (De Meern, Нидерланды). Универсальный зонд EU338 5′-IndexTermGCTGCCTCCCGTAGGAGT-3 ‘(Amann et al., 1995), меченный FITC, использовали для оптимизации параметров проницаемости и гибридизации.

Предварительная обработка и фиксация образца

Для оценки специфичности и связывания зондов была проведена гибридизация in situ с использованием чистых культур различных штаммов типа Micromonospora и Bradyrhizobium в качестве мишеней. Кроме того, в качестве отрицательного контроля использовали Streptomyces coelicolor A3 (2). Клетки выращивали в бульоне ISP 2 (YMA для Bradyrhizobium ) в течение 3-4 дней при 28 ° C, собирали и несколько раз промывали в фосфатно-солевом буфере 1X (PBS, 130 мМ Na 2 HPO 4 , 30 мМ NaH 2 PO 4 , pH 7.2). Три объема свежего буфера для фиксации (4% параформальдегида в PBS, pH 7,2) добавляли к одному объему образца (концентрация доведена до 10 9 клеток на мл) и инкубировали в течение 3 ч при 4 ° C. После фиксации клетки центрифугировали и промывали PBS, собирали центрифугированием, ресуспендировали в 1: 1 (v v -1 ) растворе PBS / этанола. Пять микролитров каждого фиксированного образца наносили на 10-луночные слайды, покрытые поли-L-лизином (Erie Scientific Company), и сушили при 37 ° C в течение 20 минут.

Клубеньки фиксировали стерильным 4% параформальдегидом и 0,5% глутаральдегидом в PBS и вакуумировали в течение 20 минут (Speed ​​Vac, Savant) и инкубировали при 4 ° C в течение ночи. После нескольких промывок PBS 1X узелки залили парафином (Sakura, Tissue Tek), вырезали срезы 2 мкм и поместили на 10-луночные предметные стекла, покрытые поли-L-лизином, и высушили на воздухе. Перед пермеабилизацией срезы клубеньков инкубировали при 60 ° C в течение 15 минут, а затем депарафинизировали в бане с ксилолом (2 раза, 10 минут) с последующими последовательными пропусками через промывки 100, 90, 70 и 50% этанолом (по 5 минут каждый), заканчивая заключительная промывка в дистиллированной воде.

Пермеабилизация

Для облегчения проникновения зонда в клетки чистые культуры и срезы клубеньков обрабатывали лизоцимом (5 мг / мл -1 ), а затем протеиназой K (5 мкг / мл -1 ) в 0,1 М трис-HCl. , 5 мМ ЭДТА (pH 8) в течение 10 мин при 25 ° C для каждого фермента. Все образцы промывали водой Millipore MilliQ и обезвоживали последовательными пропусками через 50, 70 и 100% этанол в течение 3 минут каждый, сушили на воздухе и обрабатывали для гибридизации.

Флуоресцентный

in situ Гибридизация

Для гибридизации 9 мкл гибридизационного раствора (NaCl 0.9 М, 20 мМ трис-HCl, 0,1% SDS, pH 7,4) добавляли в каждую лунку, содержащую образец (чистая культура или ткань клубеньков), а затем 1 мкл тестового зонда (50 нг). Предметные стекла помещали в камеру, увлажненную дистиллированной водой, и инкубировали 2–4 ч при 48 ° C. После гибридизации образцы помещали в промывочный раствор (0,05 М NaCl, 0,01 М трис-HCl, 0,01% SDS, 0,05 М EDTA, pH 7,4) на 20 минут при 48 ° C, промывали 3 раза дистиллированной водой и сушили на воздухе.

Предметные стекла закрепляли на среде из поливинилового спирта с DABCO, антифандинговым раствором (Fluka BioChemica, Steinheim, Германия), а затем наблюдали с помощью конфокального лазерного сканирующего микроскопа, оснащенного неоновым лазером Axiovert 100M).Возбуждение при 633 нм с эмиссией, собранной между 675 и 690 нм, использовали для локализации Cy5.5. Несмотря на значительно сниженную автофлуоресценцию образца при возбуждении красным светом, контрольные образцы, прошедшие процедуры гибридизации без зондов, по-прежнему имели несколько пятен флуоресценции. Чтобы устранить этот шум, эти значения флуоресценции вычитали из образцов с зондами. Конфокальные настройки были выбраны для оптимизации контраста и минимизации фона.

Зонд EU338, меченный FITC (возбуждение 488 нм), наблюдали с помощью эпифлуоресцентного микроскопа (Leica, DMRXA), чтобы определить условия для экспериментов FISH.

Амплификация, клонирование и секвенирование гена

gyrB из Micromonospora

Полная ДНК была экстрагирована из четырех стерилизованных поверхностей очищенных клубеньков корня люпина (каждый отдельно) с использованием комбинации CTAB, жидкого азота и измельчения, как описано Рамиресом. -Saad et al. (1996). Все рабочие растворы реагентов были свежеприготовленными, и большое внимание было уделено тому, чтобы избежать загрязнения образцов экзогенной ДНК. Амплификацию гена gyrB проводили с использованием GYF1 (5′-IndexTermTCCGGYGGYCTGCACGGCGT-3 ‘; положение 19–38) и GYR1B (5′-IndexTermCGGAAGCCCTCYTCGTGSGT-3’; положение 548–567 специфических праймеров, предназначенных для амплификации 908–5673). Micromonospora штаммов (Garcia et al., 2010). ПЦР-амплификацию фрагмента размером 500 п.н. получали в конечном объеме 20 мкл с использованием набора для ПЦР REDExtract-N-Amp Plant (Sigma), как описано ранее. Условиями ПЦР были начальная денатурация при 95 ° C в течение 9 минут, затем 35 циклов с денатурацией при 95 ° C в течение 1 минуты, отжиг при 62 ° C в течение 1 минуты и удлинение при 72 ° C в течение 2 минут с последующим этапом. при 72 ° C в течение 7 мин. ДНК из чистых культур Micromonospora pisi DSM 45175 T (Garcia et al., 2010) и Bradyrhizobium canariense BTA-1 T (Rivas et al., 2009) были использованы в качестве положительного и отрицательного контроля соответственно. Продукты ПЦР очищали с использованием набора QIAquick (Qiagen), лигировали в вектор pGEM-T Easy (Promega, Мэдисон, Висконсин, США) и клонировали в Escherichia coli JM109. Очистку плазмид проводили с помощью набора Wizard (Promega) в соответствии с инструкциями производителя. Клоны, содержащие фрагмент ожидаемого размера, секвенировали с использованием автоматического секвенатора ABI 373A.

Микроскопия

Для просвечивающей электронной микроскопии узелки разрезали пополам по длине от корня вниз и фиксировали в течение ночи за две части.5% (объем –1 ) глутарового альдегида в 0,05 М какодилате натрия и вакуумная инфильтрация для удаления пузырьков воздуха. Затем образцы окрашивали осмиевой кислотой и заливали смолой LR White в соответствии с инструкциями производителя (The London Resin Co., Лафборо, Англия). Срезы вырезали на микротоме Leica UC6 (Leica, Милтон-Кейнс, Великобритания) и исследовали в просвечивающем электронном микроскопе FEI Tecnai 20 (FEI, Эйндховен, Нидерланды) при 200 кВ. Для сканирующей электронной микроскопии узелки разрезали пополам и фиксировали, как описано выше.Затем образцы дегидратировали с помощью серии градуированных этанолов, сушили до критической точки и покрывали распылением золотом и исследовали в сканирующем электронном микроскопе Zeiss DSM 940.

Тесты на повторное заражение

Поверхностно-стерилизованные семена Lupinus albus проращивали аксенически в чашках Петри. Саженцы переносили в горшки со стерильным вермикулитом и поливали безазотным питательным раствором Риго и Пуппо (Rigaud, Puppo, 1975). Пятнадцать плантаций (по пять на обработку) инокулировали 1 мл каждой бактериальной суспензии (10 8 клеток на мл) штаммов Micromonospora Lupac 08 и Micromonospora Lupac 09T.Инокулированные растения помещали на 10 недель в камеру для выращивания растений со смешанным освещением лампами накаливания и флуоресцентным освещением (400 микроэйнштейнов м_2 с_1; от 400 до 700 нм), запрограммированным на 16-часовой фотопериод, дневной-ночной цикл, с постоянной температурой в помещении. диапазон 25–27 ° C и относительная влажность 50–60%. Растения, инокулированные Bradyrhizobium sp. ISLU 65 служил в качестве положительного контроля, а неинокулированные растения L. albus (), поливанные безазотным раствором Риго и Пуппо, использовали в качестве отрицательного контроля.

Генетическое разнообразие симбиотических бактерий, клубеньков фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris) в западной Кении

Abstract

Биологическая фиксация азота (BNF) в бобовых культурах играет решающую роль в повышении плодородия почвы. Несмотря на эту жизненно важную роль, имеется ограниченная информация о генетическом разнообразии и BNF бактерий, клубеньков фасоли обыкновенной ( Phaseolus vulgaris L.). В этом исследовании оценивали генетическое разнообразие и симбиотическую азотфиксацию бактерий, клубеньков фасоли обыкновенной, в почвах Западной Кении.Генетическое разнообразие определяли с использованием частичных последовательностей гена 16S рРНК, в то время как BNF оценивали в тепличном эксперименте. Последовательности нативных изолятов были тесно связаны с представителями родов Pantoea , Klebsiella , Rhizobium , Enterobacter и Bacillus . Эти результаты показывают, что помимо ризобий в клубеньках фасоли есть нерзобиальные штаммы. Симбиотическая эффективность (SE) нативных изолятов варьировала и показывала сопоставимый или превосходящий BNF по сравнению с местными коммерческими инокулянтами (CIAT 899 и штамм 446).Изоляты (MMUST 003 [KP027691], MMUST 004 [KP027687], MMUST 005 [KP027688], KSM 001 [KP027682], KSM 002 [KP027680], KSM 003 [KP027683] и зарегистрированный KSM 005 [KP02768] значительно равны или выше) ( p <0,05) по сравнению с лечением с добавлением азота. Результаты демонстрируют наличие генетического разнообразия нативных бактерий клубеньковой фасоли, которые эффективны в N-фиксации. Эти элитные бактериальные штаммы следует использовать в качестве кандидатов для разработки инокулянтов Phaseolus vulgaris .

Образец цитирования: Kawaka F, Makonde H, Dida M, Opala P, Ombori O, Maingi J, et al. (2018) Генетическое разнообразие симбиотических бактерий, клубеньков фасоли обыкновенной ( Phaseolus vulgaris ) в западной Кении. PLoS ONE 13 (11): e0207403. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0207403

Редактор: Роберто Папа, Политехнический университет Марке, ИТАЛИЯ

Поступила: 27 июля 2018 г .; Одобрена: 30 октября 2018 г .; Опубликовано: 15 ноября 2018 г.

Авторские права: © 2018 Kawaka et al.Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания автора и источника.

Доступность данных: Все соответствующие данные находятся в документе.

Финансирование: Работа была поддержана Шведским агентством международного сотрудничества в области развития (Sida) и Межуниверситетским советом Восточной Африки (IUCEA) через Исследовательскую инициативу озера Виктория (VicRes), Национальную комиссию по науке, технологиям и инновациям. (NACOSTI), Фонд Орскова (Шотландия, Великобритания) и Программа малых грантов Ассоциации африканских университетов (AAU) на диссертации.Финансирующие организации не играли никакой роли в дизайне исследования, сборе и анализе данных, принятии решения о публикации или подготовке рукописи.

Конкурирующие интересы: Авторы заявили, что никаких конкурирующих интересов не существует.

Введение

Бобы обыкновенные ( Phaseolus vulgaris ) являются одними из наиболее важных бобовых в рационе человека и служат важным источником белков [1]. Однако урожайность этой культуры среди мелких фермеров снижается.Низкая урожайность обыкновенного объясняется различными факторами, включая насекомых-вредителей, болезни, засуху, плохие агрономические методы и недостаточность питательных веществ для растений, особенно азота (N) [1]. Азотные удобрения предлагают немедленное решение проблемы дефицита азота в почве и повышают урожайность фасоли, однако эти удобрения являются одними из самых дорогих сельскохозяйственных ресурсов для мелких фермеров [2].

Следовательно, следует искать такой более дешевый и экологически чистый источник азота для смягчения проблем плодородия почвы [2, 3].Важным аспектом фасоли является ее способность устанавливать симбиотические ассоциации с клубеньковыми бактериями, которые фиксируют атмосферный азот [4]. Тем не менее симбиотические взаимодействия между культурой и бактериями не всегда эффективны для фиксации азота [4]. Способность восстанавливать атмосферный азот до аммиака (фиксация N 2 ) известна только среди ограниченного числа видов бактерий [5]. В недавнем прошлом было показано, что N-фиксация происходит у многих разнообразных представителей бактерий [6–8].Эти репрезентативные бактериальные штаммы включают Azotobacter , Bacillus , Enterobacter , Pseudomonas , Serratia , и Azospirillum , которые уже используются в качестве биоудобрений для улучшения роста и сохранения урожая сельскохозяйственных культур. плодородие почвы [9, 10]. Тропические почвы Африки к югу от Сахары, как известно, содержат большое разнообразие симбиотических бактерий, несмотря на давление на сельскохозяйственные ресурсы и суровые климатические условия, которые отрицательно влияют на почвенную экосистему и биоразнообразие [11].Исследования последнего десятилетия показали, что отбор эффективных штаммов, адаптированных к местным условиям окружающей среды, может представлять собой успешный подход к усилению фиксации азота [12–14]. Также важно оценить генетическое разнообразие и симбиотическую N-фиксацию аборигенного бактериального сообщества, клубнящего бобовые, в основных регионах выращивания фасоли. Сообщалось, что состав местных штаммов влияет на реакцию на инокуляцию штаммами более высокого качества [4]. К сожалению, имеются ограниченные знания о генетическом разнообразии и симбиотической N-фиксации аборигенных бактерий, клубящихся бобы обыкновенной, в большинстве кенийских экосистем [11].Повышенный интерес к использованию симбиотических азотфиксирующих бактерий в качестве биоудобрений в сельском хозяйстве побудил исследовать их разнообразие. Улучшение наших знаний о генетическом разнообразии симбиотических бактерий важно для понимания роли биологической фиксации азота в повышении продуктивности сельского хозяйства. Таким образом, целью данного исследования было определение генетического разнообразия и оценка симбиотической N-фиксации аборигенных бактерий, клубящихся бобов обыкновенной, в почвах Западной Кении.

Материалы и методы

Мелкие фермеры в Западной Кении предоставили бесплатный доступ на свои фермы для этого исследования.

2.1 Отбор проб клубеньков и выделение клубеньковых бактерий

Семена обыкновенных семян были посажены на фермах в регионах Кисуму (0 ° 05´35 ″ ю.ш., 0 ° 34 ° 41,32´´ в.д.) и Какамега (0 ° 17 ′ 25,57 ″ с.ш., 34 ° 45 ′ 50,02 ″) на западе страны. Кения. Посев производился в рандомизированной полной блочной конструкции (RCBD). Растения выкорчевывали, и свежие красные клубеньки осторожно удаляли с корней 100 репрезентативных цветущих растений фасоли через 7 недель появления всходов в разных регионах. Поверхность узелков стерилизовали в 1% NaOCl и промывали несколькими сменами стерильной воды, а затем раздавливали парой пинцетов с тупым концом, стерилизованной пламенем.Полную петлю суспензии измельченных клубеньков наносили штрихами по поверхности чашки Петри, содержащей среду агарового агара с дрожжевым экстрактом и маннитом (YEMA), содержащую конго красный, и инкубировали в темноте при 28 ° C. Одиночные колонии были помечены через 3 дня и проверены на чистоту повторным нанесением штрихов на среду YEMA и подтверждением единственного типа морфологии колоний, абсорбции Конго красного (0,00125 мг кг -1 ) и однородной реакции окрашивания по Граму. Цвет, вязкость, граница, прозрачность, возвышение и кислотно-щелочная реакция колонии оценивались на YEMA, содержащем бромтимоловый синий (BTB) (0.00125 мг кг −1 ) в качестве индикатора. Все изоляты инкубировали при 28 ° C и хранили при -20 ° C в 25% глицерин-YEM бульоне.

2.2 Аутентификация и симбиотическая азотфиксация

Изоляты были идентифицированы как клубеньковые бактерии путем пересева 1 мл трехдневной чистой бульонной культуры изолята YEM на растение-хозяин, выращенное в контролируемой среде в стерилизованном вермикулите в банке Леонарда. Банки были расположены в рандомизированной полной блочной конструкции (RCBD) с четырьмя повторениями.Растения поливали безазотным питательным раствором. Обработки без инокуляции и неорганических азотных удобрений служили отрицательным контролем, тогда как обработки без инокуляции плюс азотные удобрения в количестве 70 мкг Н / мл, внесенные в виде раствора KNO 3 , использовали в качестве положительного контроля. Изоляты также сравнивали с коммерческим штаммом ризобий 446 и CIAT 899 в качестве эталонных штаммов. Через 45 дней измеряли сухой вес побегов (SDW). Концентрацию N в тканях на одно растение анализировали с использованием метода Кьельдаля, а содержание N на растение рассчитывали путем умножения SDW на концентрацию азота в тканях [15].Симбиотическую эффективность (SE) определяли путем сравнения каждого изолята с нанесенным N контролем (содержание N в растении в инокулированных горшках / содержание N в растении при внесении N) × 100, как описано ранее [16].

2.3 Экстракция тотальной геномной ДНК

Отдельные колонии аутентифицированных изолятов собирали и промывали в 100 мкл ТЕ при pH 7,5 для получения осажденных клеток [17]. К отмытым осажденным клеткам добавляли 250 мкл буфера CTAB; встряхивают в течение 30 секунд и инкубируют при 65 ° C в течение 15 минут, а затем охлаждают до комнатной температуры [17].Затем к образцам добавляли 250 мкл смеси хлороформ: изоамиловый спирт 24: 1 и встряхивали до тех пор, пока раствор не стал гомогенным, а суспензия приобрела белый цвет. Затем суспензию центрифугировали в течение 10 минут при 12000 об / мин, используя ротор с фиксированным углом. Водную фазу переносили в новую стерильную микроцентрифужную пробирку на 1,5 мл, добавляли равные количества холодного изопропанола и осторожно перемешивали [17]. ДНК осаждали при -20 ° C в течение 30 минут и центрифугировали в течение 10 минут при 12000 об / мин. ДНК ресуспендировали в 30 мкл ТЕ буфера при pH 7.4, а также концентрацию и чистоту экстрагированной ДНК, определенные при 260 и 280 нм с помощью спектрофотометра Nanodrop [17].

2.4 ПЦР-амплификация и анализ последовательности гена 16S рРНК

ПЦР-амплификацию

проводили с использованием пары праймеров fD1 (5-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3) и rD1 (5-AAGGAGGTGATCCAGCC-3), продукта размером примерно 1340 п.н., специфичного почти к полной длине гена 16S рРНК [18, 19]. Реакцию ПЦР проводили в объеме 30 мкл, содержащем полимеразу Taq (предварительная смесь), 14.4 мкл воды для ПЦР, по 0,3 мкл каждого из прямого и обратного праймеров и 0,5 мкг матрицы ДНК. Амплификации проводили следующим образом: начальная денатурация при 95 ° C в течение 3 минут, затем 35 циклов денатурации при 94 ° C в течение 1 минуты, отжиг при 55 ° C в течение 1 минуты, удлинение при 72 ° C в течение 2 минут и заключительный удлинение при 72 ° C в течение 3 мин [19, 20]. Ампликоны разделяли на 1,5% агарозном геле (1 X TBE, 90 мМ Tris pH 8,0, 90 мМ борная кислота, 2 мМ EDTA), окрашивали зеленым SYBR и визуализировали в УФ-свете. Ампликоны очищали с использованием набора для очистки QIAquick PCR Purification Kit (QIAGEN Inc, CA), следуя инструкциям производителя, и очищенные образцы ДНК секвенировали в обеих ориентациях с использованием секвенатора ДНК ABI PRISM 377 (Applied Biosystems Inc, CA).Секвенирование продуктов 16S ПЦР было выполнено в Inqaba Biotech. (Претория, ЮАР). Необработанные последовательности редактировали вручную в программах Bioedit и Chomas Lite [21]. Полученные наборы последовательностей депонированы в GenBank под номерами доступа (KP02769-91 и KP137102-12).

2,5 Филогенетический анализ

Все последовательности проверяли на химерные структуры с помощью программы Mallard [22]. Был проведен поиск похожих последовательностей с использованием BLASTN в базе данных Национального центра биотехнологической информации (NCBI), а выравнивание последовательностей между запрашиваемыми последовательностями и идентифицированными ближайшими соседями было выполнено с помощью программы CLUSTAL Omega (http: // www.clustal.org). Дерево соединения соседей выровненных последовательностей было построено (Saitou and Nei, 1987) с использованием MEGA V6 [23, 24]. Эволюционные расстояния были вычислены с использованием метода максимального сложного правдоподобия [25]. Чтобы получить значения поддержки для ветвей, была проведена самонастройка с 1000 повторов [26]. Все сайты, включая пробелы в выравнивании последовательностей, были попарно исключены из филогенетического анализа. Используя полученное дерево объединения соседей, последовательность каждого изолята была отнесена к таксономической группе.Риботипы были определены как последовательности, имеющие не менее 98% идентичности друг с другом [27].

Результаты

3.1 Морфологическая характеристика

Бактериальные изоляты, полученные из корней фасоли, выращенной на двух участках исследования, были сгруппированы в соответствии с их морфологическими и культурными характеристиками. У изолятов была сплошная граница колонии и выпуклое возвышение. На среде YEMA, содержащей краситель конго красный, изоляты либо не поглощали красный краситель, либо слегка поглощали его при инкубации в темноте.Кроме того, изоляты превращали среду YEMA, замещенную бромтимоловым синим (BTB), в цвет от умеренно желтого до темно-желтого и, таким образом, считались продуцентами кислоты и быстрыми выращивающими веществами. Колонии изолята были кремово-желтыми, кремово-белыми и молочно-белыми, которые были либо непрозрачными, либо полупрозрачными, с гладкой вязкой или твердой и сухой консистенцией. Изоляты также продуцировали слизистый материал / внеклеточный полисахарид (EPS), за исключением колоний молочно-белого цвета. Формы колоний были круглыми или овальными с диаметром от 1 мм до 5.7 мм.

3.2 Принадлежность последовательностей гена 16S рРНК изолятов

ПЦР-амплификация генов 16S рРНК 25 отобранных изолятов дала единственную полосу приблизительно 1500 п.н. Последовательности были депонированы в генном банке и присвоены номера доступа (таблица 1). Сравнение недавно полученных нами частичных последовательностей гена 16S рРНК с известными бактериальными последовательностями в базе данных Genbank с использованием анализа BLASTn показало сходство последовательностей ≥ 99% (Таблица 1). Из общего числа изолятов 32% были тесно связаны с представителями рода Klebsiela с идентичностью последовательностей> 99%.Два изолята (KSM-001 [KP027682] и KSM-011 [KP137106]) имели> 99% идентичности последовательности с представителями рода Enterobacter , в то время как остальные два изолята (MMUST-001 [KP027686] и MMUST-007 [KP137109] ) имели> 99% сходства последовательностей с представителями рода Pantoea . Изоляты, принадлежащие к трем родам ( Klebsiela , Enterobacter и Pantoea ), сформировали один большой кластер, поддерживаемый значением бутстрапа, равным 100% (рис. 1).Изоляты (MMUST-002 [KP027689], MMUST-004 [KP027687], MMUST-005 [KP027688], KSM-003 [KP027683], KSM-005 [KP027685], KSM-008 [KP027684], KSM-007 008] [KP027684], KSM137 008] , и KSM-010 [KP137107]) были филогенетически идентичны и имели ≥99% аффилированности последовательностей с Klebsiella varicola штамм ALK036 (KC456523) и Klebsiella sp. N28 (KP410798). Изоляты (KSM-001 и KSM-011) имели 100% сходство последовательностей со штаммом D40 Enterobacterormaechei [KM019812]. Два изолята (MMUST-001 и MMUST-007) сформировали субкластер с Pantoea disca [KM019887], поддерживаемым со значением начальной загрузки 96% (рис. 1).В общей сложности 11 изолятов также сформировали основной кластер, принадлежащий к роду Rhizobium , поддерживаемый значением бутстрапа 99%. Изолят KSM-006 [KP027681] и MMUST-008 [KP137110] на 100% аффилированы с Rhizobium sp. штамм MML5316 [MF687733]. Четыре изолята (MMUST-010 [KP137112], MMUST-006 [KP027690], KSM-002 [KP027680] и KSM-012 [KP137105]) сформировали один подкластер, поддерживаемый со значением начальной загрузки 99%, и этот подкластер был аффилирован со штаммами Rhizobium tropici .Пять изолятов (KSM-004 [KP027679], KSM-013 [KP137104], KSM-014 [KP137103], MMUST-003 [KP027691] и MMUST-008 [KP137110]) сформировали субкластер (поддерживается кластеров Rhizobium ). со значением начальной загрузки 100% и был аффилирован со штаммами, принадлежащими к Rhizobium leguminosarum ( R . leguminosarum штамм Vaf-23 [KF662887], R . leguminosarum Два изолята INTA D6606 [KX0]. (KSM-007 [KP027678] и KSM-015 [KP137102]) сформировали большой кластер с несколькими видами, принадлежащими к роду Bacillus .Это было поддержано значением начальной загрузки 100%. Эти два изолята были аффилированы с Bacillus aryabhattai [MF109128] и Bacillus megaterium [KY31279] с идентичностью последовательностей ≥99%. Эволюционное родство, оцененное с использованием матричных парных генетических расстояний для частичных генных последовательностей 16S рРНК, показало, что изоляты были близкородственными (таблица 2). Более длинное генетическое расстояние 0,26 наблюдалось между родом Bacillus (KSM 007 [KP027678]) и Pantoea (MMUST 001 [KP027686]).Подобные эволюционные дистанции наблюдались между изолятами (KSM 007 [KP027678]) и (KSM 001 [KP027682]).

3.3 Аутентификация и оценка симбиотической азотфиксации

Все изоляты, кроме двух, инициировали клубенькование на культуре-хозяине и, таким образом, считались клубеньковыми бактериями бобовых культур. Образовавшиеся клубеньки были розовыми, а листья клубеньковых растений были темно-зелеными, в то время как неоккулированные и неоплодотворенные контрольные растения стали желтыми через 21 день. Напротив, контрольные растения, выращенные с добавлением азота и без него, не образовывали клубеньков.Анализ содержания SDW и N в инокулированных растениях фасоли выявил широкий диапазон вариаций в симбиотической фиксации азота изолятов (таблицы 3 и 4). Репрезентативные изоляты (MMUST 003 [KP027691], MMUST 004 [KP027687] и MMUST 005 [KP027688]) были значительно ( p <0,05) эффективными в фиксации N по сравнению с эталонными штаммами ( CIAT 899 и штамм 446 ). . Аналогичным образом, CIAT 899 зарегистрировал значительно более низкую SE (p <0,05) по сравнению со всеми изолятами из округа Кисуму (таблица 2).

На всех участках у изолятов (MMUST 005 [KP027688], KSM 001 [KP027682], KSM 003 [KP027683] и KSM 005 [KP027685] был зарегистрирован более высокий SE по сравнению со штаммом Штамм 446 . Из контрольных штаммов CIAT 899 зарегистрировал наименьшая симбиотическая фиксация азота в двух регионах.

Обсуждение

4.1 Морфологическая характеристика

Морфологические и культурные характеристики роста бактерий, клубеньков различных бобовых культур, широко подтверждены с использованием среды YEMA [28].Наши изоляты абсорбировали краситель Конго красный и показали грамотрицательную реакцию во время инкубации в темноте. Эти характеристики типичны для клубеньковых бактерий бобовых [29]. Кроме того, изоляты превратили среду YEMA, замещенную бромтимоловым синим (BTB), в цвет от умеренно желтого до темно-желтого, что указывает на то, что они быстро выращивают и продуцируют кислоту [28]. Большинство изолятов продуцировали обильное количество внеклеточного полисахарида (EPS), который считается приспособлением бактерий к колебаниям температуры, солености и pH в почве.Клубеньковые бактерии, способные противостоять таким воздействиям окружающей среды, могут быть подходящими кандидатами для разработки коммерческих инокулянтов для бобовых. Диапазон диаметров колоний с правильными и круглыми краями, наблюдаемый в этом исследовании, аналогичен ранее описанному [30]. Различия в морфологических характеристиках изолятов могут указывать на наличие разнообразных аборигенных бактерий, клубящихся на фасоли.

4.2 Принадлежность частичных последовательностей гена 16S рРНК

Амплификация частичных генных последовательностей 16S рРНК изолятов с использованием специфических праймеров дала единственную полосу приблизительно из 1500 пар оснований.Обычно это приблизительный размер фрагмента этого гена-мишени, который обычно используется для идентификации бактерий [31]. Единственный фрагмент показывает, что ген 16S рРНК является консервативной областью в бактериальном геноме. Степень консервативности, наблюдаемая в гене 16S рРНК, обусловлена ​​его важностью как критического компонента функции клетки [32]. В результате высокого уровня сохранности ген 16S рРНК часто служит маркером для таксономического и филогенетического анализа [33]. Хотя абсолютная скорость изменения последовательности гена 16S рРНК все еще остается неизвестной, она указывает на эволюционное расстояние и родство организмов [34, 35].

В ходе анализа частичных последовательностей гена 16S рРНК 25 изолятов были разделены на 5 родов, состоящих из Pantoea , Klebsiella , Rhizobium , Enterobacter и Bacillus . Эти кластеры предполагают высокий уровень разнообразия среди изолятов и дополнительно подтверждают надежность последовательностей гена 16S рРНК в установлении родовой принадлежности [36]. На основе частичного анализа последовательности гена 16S рРНК пять идентифицированных родов демонстрируют, что корневые клубеньки фасоли обыкновенной заняты разнообразной группой бактерий.Кроме того, результаты демонстрируют, что помимо ризобий существуют филогенетически разнообразные виды бактерий, клубенькообразных. С точки зрения относительной численности и разнообразия нерзобиальные бактерии были выше в клубеньках фасоли. Точно так же разные авторы сообщают о присутствии в клубеньках бобовых не ризобийных бактерий [37, 38]. Лу и др. (2017) и Де Мейер и др. (2015) утверждали, что клубеньки бобовых представляют собой уникальную экологическую нишу, в которой могут разместиться любые совместимые почвенные микробы.Однако эти результаты противоречат ранее описанным [11, 39]. Эти авторы считали контаминантами изоляты клубеньков, не обладающие типичными характеристиками роста Rhizobia.

Пять групп, принадлежащих к родам Pantoea , Bacillus и Enterobacter , ранее были выделены из клубеньков различных бобовых культур [37, 38, 40]. В сообщениях объясняется наличие различных штаммов в клубеньках множественными симбиотическими отношениями в конкретной области изоляции [40, 41].Генетическая дистанция изолятов варьировала от 0,00 до 0,26, показывая наименьший и высший уровень дифференциации. Отсутствие генетической дистанции между изолятами приписывают общему происхождению с минимальной скоростью рекомбинации [42, 43]. В целом, наши результаты указывают на высокую степень распущенности клубеньков P . vulgaris с разнообразными азотфиксирующими бактериями в почвах Западной Кении. Отчеты показали, что использование удобрений, пестицидов и гербицидов может изменить бактериальное разнообразие в различных агроэкологических зонах с разной историей посевов [44, 45].Филогенетический анализ симбиотических генов необходим для получения информации о симбиотических свойствах N-фиксирующих бактерий, а не только для описания новых штаммов [46].

4.3 Аутентификация и симбиотическая азотфиксация

Большинство изолятов пяти родов инициировали клубенькообразование на культуре-хозяине, за исключением (MMUST-001 [KP027686] и MMUST-002 [KP027689]), и считались клубеньковыми бактериями. Два изолята, которые не инициировали клубенькообразование, были тесно связаны с Pantoea disca g58 (KM019887) и Klebsiella sp.Gad1 (KJ940119) и ранее были выделены из почвы и конкреций соответственно. Нодуляция считается подтверждающим тестом для клубеньковых бактерий бобовых культур (BNL). Некоторые авторы продемонстрировали, что ни один бактериальный изолят не может рассматриваться как BNL до тех пор, пока его идентичность не будет подтверждена тестом на инфекцию растений на соответствующей культуре-хозяине [47, 48]. Примечательно, что род Klebsiella , который не может образовывать клубеньки у Kakamega, инициировал клубенькование в Kisumu. Аналогичным образом, в других исследованиях сообщалось, что бактериальные изоляты из почв в разных географических точках не прошли тест на клубенько, но позже было подтверждено, что они являются BNL [49].Неспособность инициировать клубенькообразование в хозяйстве объясняется потерей плазмид или генов, ответственных за образование клубеньков и фиксацию азота [50]. Наши результаты демонстрируют, что тест на клубеньки сам по себе не следует использовать в качестве подтверждающего теста на BNL. Клубеньки не образовывались у растений, выращенных с добавлением азота или без него, что указывает на отсутствие внешнего загрязнения во время экспериментов. Отсутствие загрязнения рассматривается как требование в эксперименте по аутентификации BNL [19, 51].

Все пять родов местных бактерий были способны образовывать клубеньки и фиксировать N с помощью P . vulgaris в почвах Западной Кении. Различия в содержании SDW и N у растений, инокулированных разными штаммами местных бактерий, указывают на их вариабельность в симбиотической фиксации азота. Вариация в фиксации N среди родов объясняется различиями в хромосомных или плазмидных симбиотических генах [36]. Например, в Какамеге изоляты (MMUST 003 [KP027691], MMUST 004 [KP027687] и MMUST 005 [KP027688]) показали сопоставимую или более высокую симбиотическую фиксацию N по сравнению с обычными инокулянтами (CIAT 899 и штамм 446).Точно так же изоляты (KSM 001 [KP027682], KSM 002 [KP027680], KSM 003 [KP027683] и KSM 005 [KP027685]) в Kisumu показали лучшие характеристики N-фиксации по сравнению с коммерческими инокулянтами. Эти результаты подтверждают результаты Kawaka et al. (2014) и Mwenda et al. (2018), которые изолировали нативные бактерии из клубеньков фасоли с более высокой симбиотической N-фиксацией в Кении. Присутствие превосходных природных азотфиксирующих бактерий в почвах Западная Кения может использоваться в качестве штаммов-кандидатов для улучшения программ инокуляции фасоли.Поскольку изоляты взяты из двух разных мест по всей Западной Кении, они могут быть хорошо адаптированы к различным местным почвам и климатическим условиям.

Выводы

Результаты этого исследования показали, что в почвах в разных регионах Западной Кении обитают различные неорганические симбиотические бактерии, которые, помимо ризобий, инициируют клубенькообразование в фасоли обыкновенной. Эти нативные бактериальные изоляты продемонстрировали сравнимые или лучшие характеристики фиксации симбиотического N по сравнению с местными коммерческими инокулянтами для Phaseolus vulgaris .

Примечательно, что было установлено, что большинство восстановленных симбиотических штаммов, как известно, обычно не имеют клубеньков P . vulgaris . Эти элитные изоляты следует подвергнуть дальнейшим исследованиям в различных условиях окружающей среды для оптимизации их потенциала связывания азота.

Благодарности

Работа была поддержана Шведским агентством международного сотрудничества в области развития (Sida) и Межуниверситетским советом Восточной Африки (IUCEA) через Исследовательскую инициативу озера Виктория (VicRes), Национальную комиссию по науке, технологиям и инновациям (NACOSTI), Фонд Орскова (Шотландия, Великобритания) и Программа малых грантов Ассоциации африканских университетов (AAU) для диссертаций и диссертаций.

Список литературы

  1. 1. Бротон В.Дж., Эрнандес Дж., Блэр М., Биби С., Гептс П., Вандерлейден Дж. Бобы ( Phaseolus spp.) — модельные пищевые бобовые. Растение и почва. 2003. 252 (1): 55–128.
  2. 2. Кавака Ф., Дида М., Опала П., Омбори О, Майнги Дж., Амодинг А. и др. Влияние источников азота на урожай фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris) в западной Кении. Журнал питания растений. 2018. 41 (13): 1652–61.
  3. 3. Osoro NO, Kawaka F, Naluyange V, Ombori O, Muoma JO, Amoding A и др.Влияние водного гиацинта (Eichhornia crassipes [mart.] Solms) компоста на рост и урожайность фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris) в бассейне озера Виктория. Европейский международный журнал науки и технологий. 2014. 3 (7): 173–86.
  4. 4. Torres AR, Cursino L, Muro-Abad JI, Gomes EA, Araújo EFd, Hungria M и др. Генетическое разнообразие местных ризобий фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris L.) из штата Минас-Жерайс, Бразилия. Бразильский журнал микробиологии. 2009. 40 (4): 852–6.pmid: 24031433
  5. 5. Фогт Дж. Азотфиксирующие и углеводородокисляющие бактерии. В: Тиммис К., редактор. Справочник по углеводородной и липидной микробиологии: Springer Berlin Heidelberg; 2010. с. 1661–8.
  6. 6. Franche C, Lindström K, Elmerich C. Азотфиксирующие бактерии, связанные с бобовыми и небобовыми растениями. Растение и почва. 2009. 321 (1–2): 35–59.
  7. 7. Zahran HH. Ризобийно-бобовый симбиоз и азотфиксация в суровых условиях и в засушливом климате.Обзоры микробиологии и молекулярной биологии. 1999. 63 (4): 968–89. pmid: 10585971
  8. 8. Wekesa CS, Okun D, ​​Juma K, Shitabule D, Okoth P, Nyongesa P и др. Изобилие и симбиотический потенциал клубенько-ассоциированных бактерий фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris) в почве Западной Кении. MAYFEB Журнал сельскохозяйственных наук. 2016; 1: 1–9.
  9. 9. Мора Й., Диас Р., Варгас-Лагунас С., Перальта Х., Герреро Дж., Агилар А. и др. Азотфиксирующие штаммы ризобий, выделенные из семян фасоли обыкновенной: филогения, физиология и анализ генома.2014. 80 (18): 5644–54.
  10. 10. Corbo MR, Campaniello D, Cataldi MP, Bevilacqua A, Sinigaglia M, Flagella Z. Роль бактерий, способствующих росту растений, в повышении эффективности использования азота для устойчивого растениеводства: основное внимание уделяется пшенице.
  11. 11. Koskey G, Mburu SW, Kimiti JM, Ombori O, Maingi JM, Njeru EM. Генетическая характеристика и разнообразие Rhizobium, выделенного из корневых клубеньков средневысотных сортов плетистой фасоли (Phaseolus vulgaris L.). Границы микробиологии.2018; 9.
  12. 12. Грэм П. Экология клубеньковых бактерий бобовых культур. Азотфиксирующие бобовые симбиозы: Springer; 2008. с. 23–58.
  13. 13. Кавака Ф., Дида М.М., Опала ПА, Омбори О, Майнги Дж., Осоро Н. и др. Симбиотическая эффективность аборигенных клубеньковых ризобий фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris L.) в почвах Западной Кении. Уведомления о международных научных исследованиях. 2014; 2014: 1–8.
  14. 14. Muthini M, Maingi JM, Muoma JO, Amoding A, Mukaminega D, Osoro N, et al.Морфологическая оценка и эффективность местных изолятов ризобий, клубеньков P. vulgaris на испытательном полигоне водяного гиацинта в бассейне озера Виктория. Британский журнал прикладной науки и технологий. 2014; 4 (5): 718.
  15. 15. Мвенда Г.М., Каранджа Н., Бога Х., Кахинди Дж., Муигай А., Оди Д. Обилие и разнообразие клубеньковых растений бобовых культур в почвах района Эмбу, Кения. Тропические и субтропические агроэкосистемы. 2010; 13 (1): 1–10.
  16. 16. Lupwayi N, Olsen P, Sande E, Keyser H, Collins M, Singleton P и др.Качество модификатора и его оценка. Исследования полевых культур. 2000. 65 (2–3): 259–70.
  17. 17. Салли А.М., Мелани Л.И., Ксиулан Х, Савсан Э., Лаура Х. Диагностика болезней растений и нематод: лабораторное руководство. Государственный университет Огайо, факультет патологии растений. 2010.
  18. 18. Аби-Ганем Р., Карпентер-Боггс Л., Смит Дж. Л., Вандемарк Дж. Дж. Фиксация азота американским и ближневосточным нутом с коммерческими и дикими ближневосточными инокулятами. ISRN Почвоведение. 2012; 2012: 5.
  19. 19. Hassen AI, Bopape FL, Trytsman M. Изучение нодуляции и характеристика ризобиальных микросимбионтов кормовых и пастбищных бобовых в Южной Африке. Всемирный журнал сельскохозяйственных исследований. 2014. 2 (3): 93–100.
  20. 20. Жизель Л., Мари-Рейн А., Франсуаза Р., Ноэль А. Быстрая идентификация ризобий с помощью анализа полиморфизма длины рестрикционных фрагментов генов 16S рРНК, усиленных ПЦР. Прикладная микробиология окружающей среды. 1994. 60 (1): 56–63. pmid: 16349165
  21. 21.Холл Т.А., редактор BioEdit: удобный редактор для выравнивания биологических последовательностей и программа анализа для Windows 95/98 / NT1999.
  22. 22. Ашелфорд К.Е., Чужанова Н.А., Фрай Дж.С., Джонс А.Дж., Уэйтман А.Дж. Новое программное обеспечение для скрининга показывает, что самые последние большие библиотеки клонов гена 16S рРНК содержат химеры. Прикладная и экологическая микробиология. 2006. 72 (9): 5734–41. pmid: 16957188 ​​
  23. 23. Сайтоу Н., Ней М. Метод объединения соседей: новый метод реконструкции филогенетических деревьев.Молекулярная биология и эволюция. 1987. 4 (4): 406–25. pmid: 3447015
  24. 24. Тамура К., Стечер Г., Петерсон Д., Филипски А., Кумар С. MEGA6: анализ молекулярной эволюционной генетики, версия 6.0. Молекулярная биология и эволюция. 2013. 30 (12): 2725–9. pmid: 24132122
  25. 25. Тамура К., Ней М., Кумар С. Перспективы вывода очень крупных филогений с использованием метода объединения соседей. Труды Национальной академии наук Соединенных Штатов Америки. 2004. 101 (30): 11030–5.pmid: 15258291
  26. 26. Фельзенштейн Дж. Пределы уверенности в филогении: подход, использующий бутстрап. Эволюция. 1985. 39 (4): 783–91. pmid: 28561359
  27. 27. Hongoh Y, Ohkuma M, Kudo T. Молекулярный анализ бактериальной микробиоты в кишечнике термитов Reticulitermes speratus (Isoptera; Rhinotermitidae). FEMS микробиология экология. 2003. 44 (2): 231–42. pmid: 19719640
  28. 28. Сомасегаран П., Хобен Х.Дж. Справочник по ризобиям: методы в технологии бобово-ризобий: Springer Science & Business Media; 2012 г.
  29. 29. Дека А., Азад П. Выделение штаммов ризобий: культуральная и биохимическая характеристика. J Leg Res. 2006; 29: 209–12.
  30. 30. Benidire L, Lahrouni M, Daoui K, el Abidine Fatemi Z, Carmona RG, Göttfert M и др. Фенотипическое и генетическое разнообразие марокканских ризобий, выделенных из Vicia faba, и изучение генов, которые могут быть задействованы в их осмотолерантности. Систематическая и прикладная микробиология. 2018; 41 (1): 51–61. pmid: 29198596
  31. 31.Реллер Л.Б., Вайнштейн депутат, Петти, Калифорния. Обнаружение и идентификация микроорганизмов путем амплификации и секвенирования генов. Клинические инфекционные болезни. 2007. 44 (8): 1108–14. pmid: 17366460
  32. 32. Пей А.Ю., Обердорф В.Е., Носса К.В., Агарвал А., Чокши П., Герц Е.А. и др. Разнообразие генов 16S рРНК в геномах отдельных прокариот. Прикладная и экологическая микробиология. 2010. 76 (12): 3886–97. pmid: 20418441
  33. 33. Tran Q, Pham D-T, Phan V. Использование гена 16S рРНК в качестве маркера для обнаружения неизвестных бактерий в микробных сообществах.Биоинформатика BMC. 2017; 18 (14): 499.
  34. 34. Clarridge JE. Влияние анализа последовательности гена 16S рРНК для идентификации бактерий на клиническую микробиологию и инфекционные заболевания. Обзоры клинической микробиологии. 2004. 17 (4): 840–62. pmid: 15489351
  35. 35. Росселли Р., Ромоли О, Витуло Н., Вецци А., Кампанаро С., Де Паскаль Ф. и др. Прямая последовательность 16S рРНК из бактериальных сообществ: независимый от ПЦР подход для одновременной оценки микробного разнообразия и потенциала функциональной активности каждого таксона.Научные отчеты. 2016; 6: 32165. pmid: 27577787
  36. 36. Мвенда Дж. М., О’Хара Г. В., Де Мейер С. Е., Ховисон Дж. Дж., Терполилли Дж. Дж. Генетическое разнообразие и симбиотическая эффективность клубеньковых ризобий Phaseolus vulgaris в Кении. Систематическая и прикладная микробиология. 2018. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2018.02.001.
  37. 37. Лу Дж., Ян Ф., Ван С., Ма Х., Лян Дж., Чен Й. Сосуществование ризобий и разнообразных неризобиальных бактерий в ризосфере и клубеньках проростков Dalbergia odorifera, инокулированных Bradyrhizobium elkanii, Rhizobium pyrhospitium-Like и Rhizobium pyr. –Подобные штаммы.Границы микробиологии. 2017; 8: 2255. pmid: 29209289
  38. 38. Де Мейер С.Е., Де Бёф К., Векеман Б., Виллемс А. Большое разнообразие не ризобиальных эндофитов обнаружено в корневых клубеньках бобовых во Фландрии (Бельгия). Биология и биохимия почвы. 2015; 83: 1–11. https://doi.org/10.1016/j.soilbio.2015.01.002.
  39. 39. Simon Z, Mtei K, Gessesse A, Ndakidemi PA. Выделение и характеристика азотфиксирующих ризобий из культурных и невозделываемых почв северной Танзании.Американский журнал наук о растениях. 2014; 5 (26): 4050.
  40. 40. Zhao L, Xu Y, Lai X. Антагонистические эндофитные бактерии, связанные с клубеньками сои (Glycine max L.) и способствующие росту растений. Бразильский журнал микробиологии. 2018; 49 (2): 269–78. https://doi.org/10.1016/j.bjm.2017.06.007.
  41. 41. Саеки Ю., Широ С. Сравнение структур сообществ брадиризобий с клубеньковыми бобами вдоль северной широты между Японией и США. Успехи биологии и экологии азотфиксации: InTech; 2014 г.
  42. 42. Джоли С., Брайант Д., Локхарт П.Дж. Гибкие методы оценки генетических расстояний по однонуклеотидным полиморфизмам. Методы экологии и эволюции. 2015; 6 (8): 938–48.
  43. 43. Слотман М.А., Реймер Л.Дж., Тиман Т.К., Доло Дж., Фондджо Е., Лансаро Г.К. Снижение скорости рекомбинации и генетической дифференциации между M и S формой ANOPHELES GAMBIAE SS. Генетика. 2006.
  44. 44. Zinga MK, Jaiswal SK, Dakora FDJFme. Наличие разнообразных ризобиальных сообществ, ответственных за клубенькование фасоли обыкновенной (Phaseolus vulgaris) в почвах Южной Африки и Мозамбика.2017; 93 (2).
  45. 45. Chidebe IN, Jaiswal SK, Dakora FDJA, микробиология e. Распространение и филогения микросимбионтов, связанных с клубеньком вигны (Vigna unguiculata) в трех агроэкологических регионах Мозамбика. 2017: АЭМ. 01712–17.
  46. 46. Gnat S, Małek W, Oleńska E, Wdowiak-Wróbel S, Kalita M, otocka B, et al. Филогения симбиотических генов и симбиотические свойства ризобий, специфичных для Astragalus glycyphyllos L. 2015; 10 (10): e0141504.
  47. 47.Лафай Б., Бурдон Дж. Дж. Молекулярное разнообразие корневых клубеньковых бактерий бобовых в национальном парке Какаду, Северная территория, Австралия. PLoS One. 2007; 2 (3): 1–5.
  48. 48. Арора Н.К., Верма М., Мишра Дж. Биообразования ризобий: прошлое, настоящее и будущее. Ризотрофы: от стимулирования роста растений до биоремедиации: Springer; 2017. с. 69–99.
  49. 49. Гронемейер Дж. Л., Кулкарни А., Беркельманн Д., Хюрек Т., Рейнхольд-Хурек Б. Ризобия, коренные в регионе Окаванго в Африке к югу от Сахары: разнообразие, адаптация и специфичность хозяина.Прикладная и экологическая микробиология. 2014. 80 (23): 7244–57. pmid: 25239908
  50. 50. Ларанжо М., Александр А., Оливейра С. Ризобии, способствующие росту бобовых: обзор рода Mesorhizobium. Микробиологические исследования. 2014. 169 (1): 2–17. pmid: 24157054
  51. 51. Огутчу Х., Алгур О.Ф., Элкока Э., Кантар Ф. Определение симбиотической эффективности штаммов Rhizobium, выделенных из дикого нута, собранного с больших высот в Эрзуруме. Турецкий журнал сельского хозяйства и лесного хозяйства.2008. 32 (4): 241–8.

протеобактерий | Безграничная микробиология

Обзор Proteobacteria

Протеобактерии — основная группа (тип) бактерий.

Цели обучения

Классификация протеобактерий

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Протеобактерии включают широкий спектр патогенов, таких как Escherichia, Salmonella, Vibrio, Helicobacter и многие другие известные роды.
  • Все протеобактерии грамотрицательные, их внешняя мембрана в основном состоит из липополисахаридов.
  • Подразделения протеобактерий включают: Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria, Gammaproteobacteria, Deltaproteobacteria, Epsilonproteobacteria и Zetaproteobacteria.
Ключевые термины
  • Proteobacteria : Proteobacteria — основная группа (тип) бактерий. Они включают широкий спектр патогенов, таких как Escherichia, Salmonella, Vibrio, Helicobacter и многие другие известные роды.Другие являются свободноживущими и включают многие бактерии, ответственные за фиксацию азота.
  • патогены : Патоген или инфекционный агент (в просторечии известный как микроб) — это микроорганизм (в самом широком смысле, такой как вирус, бактерия, прион или гриб), который вызывает заболевание у своего хозяина. Хозяином может быть животное (включая человека), растение или даже другой микроорганизм.
  • Грамотрицательные : грамотрицательные бактерии — это бактерии, которые не удерживают краситель кристаллического фиолетового в протоколе окрашивания по Граму.В тесте на окрашивание по Граму после кристаллического фиолетового добавляется контрастное краситель (обычно сафранин), окрашивающий все грамотрицательные бактерии в красный или розовый цвет.

Протеобактерии — основная группа (тип) бактерий. Они включают широкий спектр патогенов, таких как Escherichia, Salmonella, Vibrio, Helicobacter и многие другие известные роды. Другие являются свободноживущими и включают многие бактерии, ответственные за фиксацию азота.

Классификация E. coli : Домен: Бактерии, Царство: Eubacteria, Тип: Proteobacteria, Класс: Gammaproteobacteria, Порядок: Enterobacteriales, Семейство: Enterobacteriaceae, Род: Escherichia, Вид: E.coli.

В 1987 году Карл Вёзе основал эту группировку и неофициально назвал ее «пурпурные бактерии и их родственники». Из-за большого разнообразия форм, встречающихся в этой группе, Proteobacteria названы в честь Протея, греческого бога моря, способного принимать самые разные формы, и поэтому они не названы в честь рода Proteus.

Все протеобактерии грамотрицательные, их внешняя мембрана в основном состоит из липополисахаридов. Многие передвигаются, используя жгутики, но некоторые неподвижны или полагаются на скольжение бактерий.К последним относятся миксобактерии, уникальная группа бактерий, которые могут объединяться с образованием многоклеточных плодовых тел. Также существует большое разнообразие типов метаболизма. Большинство членов являются факультативно или обязательно анаэробными, хемоавтотрофами и гетеротрофами, но есть многочисленные исключения. Множество родов, которые не связаны между собой близко друг к другу, преобразуют энергию света посредством фотосинтеза. Их называют пурпурными бактериями из-за их в основном красноватой пигментации.

Группа определяется в первую очередь с точки зрения последовательностей рибосомной РНК (рРНК). Proteobacteria разделены на шесть разделов, обозначаемых греческими буквами от альфа до дзета, опять же на основе последовательностей рРНК. Их часто рассматривают как классы. Секции альфа, бета, дельта, эпсилон являются монофилетическими, но Gammaproteobacteria из рода Acidithiobacillus парафилетичны по отношению к Betaproteobacteria, согласно исследованиям мультигеномного выравнивания, которые, если все сделано правильно, являются более точными, чем 16S (обратите внимание, что Mariprofundus ferrooxydans единственный член Zetaproteobacteria ранее был неправильно классифицирован по таксономии NCBI).Acidithiobacillus включает 5 видов и единственный род в отряде Acidithiobacillales.

Подразделения протеобактерий когда-то считались подклассами (например, α-подкласс Proteobacteria), но теперь рассматриваются как классы (например, Alphaproteobacteria). Эти классы включают: Alphaproteobacteria, Betaproteobacteria, Gammaproteobacteria, Deltaproteobacteria, Epsilonproteobacteria и Zetaproteobacteria.

Alphaproteobacteria

Alphaproteobacteria — это класс протеобактерий; как и все протеобактерии, они грамотрицательные.

Цели обучения

Описать протеобактерии класса Alphaproteobacteria

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Класс Alphaproteobacteria включает десять отрядов (а именно: Magnetococcales, Rhodobacterales, Rhodospirillales, Rickettsiales, Sphingomonadales, Caulobacterales, Kiloniellales, Kordiimonadales, Parvularculales и Sneathiellales).
  • Alphaproteobacteria включают большинство фототрофных родов, но также несколько родов, метаболизирующих С1-соединения (например,g., Methylobacterium spp.), симбионтов растений (например, Rhizobium spp.) и животных, а также группы патогенов Rickettsiaceae.
  • Ученые часто используют Alphaproteobacteria из рода Agrobacterium для переноса чужеродной ДНК в геномы растений.
Ключевые термины
  • Alphaproteobacteria : Alphaproteobacteria — это класс грамотрицательных протеобактерий.
  • фототроф : организм, который захватывает фотоны для получения энергии.Они используют энергию света для осуществления различных клеточных метаболических процессов.
  • C1-соединения : химические соединения, содержащие только один атом углерода, например, метанол.

Alphaproteobacteria — это класс протеобактерий. Как и все протеобактерии, они грамотрицательные. Alphaproteobacteria включают большинство фототрофных родов, но также несколько родов, метаболизирующих C1-соединения (например, Methylobacterium spp.), Симбионтов растений (например, Rhizobium spp.) и животных, а также группы патогенов Rickettsiaceae. Кроме того, считается, что предшественники митохондрий эукариотических клеток произошли от Rickettsia spp. (См. Эндосимбиотическую теорию.) Из-за их симбиотических свойств ученые часто используют Alphaproteobacteria из рода Agrobacterium для переноса чужеродной ДНК в геномы растений, а также они обладают многими другими биотехнологическими свойствами. Аэробные аноксигенные фототрофные бактерии — это альфа-протеобактерии, широко распространенный морской планктон, который может составлять более 10% микробного сообщества открытого океана.

Alphaproteobacteria : Просвечивающая электронная микрофотография Wolbachia в клетке насекомого.

Класс Alphaproteobacteria включает десять отрядов (а именно: Magnetococcales, Rhodobacterales, Rhodospirillales, Rickettsiales, Sphingomonadales, Caulobacterales, Kiloniellales, Kordiimonadales, Parvularculales и Sneathiellales).

Сравнительный анализ секвенированных геномов также привел к открытию многих консервативных инделей в широко распространенных белках и целых белках (т.е. сигнатурные белки), которые являются отличительными характеристиками либо всех Alphaproteobacteria, либо их различных основных порядков (а именно Rhizobiales, Rhodobacterales, Rhodospirillales, Rickettsiales, Sphingomonadales и Caulobacterales) и семейств (а именно Rickettsiaceae, Anaplasmataceae, Brasilonus, Brasilaceae, Brasilonus, Brasilonus, Brasilonus, Brasilonus, Brasilonus, Brasilonus, Brasillocete, Brasilis, Brasilonus, Brasilis, Brasillocete, Rhodospirilla. ).

Эти молекулярные сигнатуры предоставляют новые средства для ограничения этих таксономических групп и для идентификации / отнесения новых видов к этим группам.Филогенетический анализ и консервативные индели в большом количестве других белков свидетельствуют о том, что Alphaproteobacteria разветвились позже, чем большинство других типов и классов бактерий, за исключением Betaproteobacteria и Gammaproteobacteria.

Принятая в настоящее время таксономия основана на Списке названий прокариот, стоящих в номенклатуре (LPSN) и Национальном центре биотехнологической информации (NCBI), а филогения основана на версии 106 LTP на основе 16S рРНК от The All-Species Living Tree ‘ Проект.

Бетапротеобактерии

Бетапротеобактерии — это класс грамотрицательных протеобактерий.

Цели обучения

Оценить важность бетапротеобактерий

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Бетапротеобактерии состоят из нескольких групп аэробных или факультативных бактерий, которые часто очень разнообразны по своей способности к разложению.
  • Бетапротеобактерии содержат хемолитотрофные роды (например,g., окисляющий аммиак род Nitrosomonas) и некоторые фототрофы (представители родов Rhodocyclus и Rubrivivax).
  • Бетапротеобактерии играют роль в фиксации азота в различных типах растений, окисляя аммоний с образованием нитрита — важного химического вещества для функционирования растений.
Ключевые термины
  • Бетапротеобактерии : Бетапротеобактерии — это класс протеобактерий. Бетапротеобактерии, как и все протеобактерии, грамотрицательны.
  • сап : Инфекционное заболевание лошадей, мулов и ослов, вызываемое бактерией Burkholderia, один вид которой может передаваться человеку.
  • мелиоидоз : инфекционное заболевание, вызываемое грамотрицательной бактерией Burkholderia pseudomallei, обнаруженной в почве и воде. Это эндемик Юго-Восточной Азии и Северной Австралии. Симптомы могут включать боль в груди, костях или суставах; кашель; кожные инфекции, узелки в легких и пневмония ..

Бетапротеобактерии — это класс грамотрицательных протеобактерий.

Бетапротеобактерии состоят из нескольких групп аэробных или факультативных бактерий, которые часто очень разнообразны по своей способности к деградации, но также содержат хемолитотрофных родов (например, ).g., аммиачно-окисляющий род Nitrosomonas ) и некоторые фототрофы (представители родов Rhodocyclus и Rubrivivax ).

Nitrosomonas — род палочковидных хемоавтотрофных бактерий. Эта редкая бактерия окисляет аммиак до нитрита в процессе метаболизма. Nitrosomonas используются для обработки промышленных и сточных вод, а также в процессе биоремедиации. Они играют важную роль в круговороте азота, увеличивая доступность азота для растений, ограничивая фиксацию углекислого газа.

Бетапротеобактерии играют роль в фиксации азота в различных типах растений, окисляя аммоний с образованием нитрита — важного химического вещества для функционирования растений. Многие из них обнаруживаются в образцах окружающей среды, таких как сточные воды или почва. Патогенными видами в этом классе являются Neisseriaceae (гонорея и менингит) и виды рода Burkholderia .

Betaproteobacteria : колонии Burkholderia pseudomallei на чашке с кровяным агаром.

Burkholderia — это род протеобактерий, который, вероятно, наиболее известен своими патогенными представителями: Burkholderia mallei , ответственным за сап, заболевание, которое чаще всего встречается у лошадей и родственных им животных; Burkholderia pseudomallei , возбудитель мелиоидоза ; и Burkholderia cepacia , важный патоген легочных инфекций у людей с муковисцидозом (CF). Название рода Burkholderia (ранее входившее в состав Pseudomonas ) относится к группе практически повсеместных грамотрицательных, подвижных, облигатно аэробных палочковидных бактерий, в том числе патогенов животных / человека (см. Выше) и растений, а также некоторых патогенов окружающей среды. важные виды.

Принятая в настоящее время таксономия основана на Списке названий прокариот, стоящих в номенклатуре (LPSN) и Национальном центре биотехнологической информации (NCBI), а филогения основана на версии 106 LTP на основе 16S рРНК от The All-Species Living Tree ‘ Проект.

Морфологически необычные протеобактерии

Две основные группы морфологически необычных протеобактерий включают спириллум и простекатные бактерии.

Цели обучения

Сравните две основные группы морфологически необычных протеобактерий

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Спирилл в микробиологии относится к бактериям с телом клетки, которое закручивается, как спираль.
  • Протекатные бактерии представляют собой нефилогенетически родственную группу грамотрицательных бактерий, которые обладают придатками, называемыми простеками.
  • Caulobacter — важный модельный организм для изучения регуляции клеточного цикла, асимметричного деления клеток и дифференцировки клеток.
Ключевые термины
  • spirillum : любая из различных аэробных бактерий рода Spirillum, имеющая удлиненную спиральную форму и несущая пучок жгутиков.
  • морфологически : В биологии морфология — это раздел биологии, занимающийся изучением формы и структуры организмов и их специфических структурных особенностей.
  • prosthecate : Протекатные бактерии представляют собой нефилогенетически родственную группу грамотрицательных бактерий, которые обладают придатками, называемыми протеками. Эти клеточные придатки не являются ни пилями, ни жгутиками, поскольку они являются продолжением клеточной мембраны и содержат цитозоль. Одна примечательная группа протезов — это род Caulobacter.

Две основные группы морфологически необычных протеобактерий включают спириллум и простекатные бактерии.

Спирилл в микробиологии относится к бактериям с телом клетки, которое закручивается, как спираль. Это род, состоящий из удлиненных форм с пучками жгутиков на обоих полюсах. Спириллы обычно обитают в стоячей воде, богатой органическими веществами. Они скручены, аэробны и очень гибки, как пружина.

Spirillum : Spirillum в микробиологии относится к бактериям с телом клетки, которое закручивается, как спираль.

Бактерии простеката — нефилогенетически родственная группа грамотрицательных бактерий, обладающих придатками, называемыми простеками. Эти клеточные придатки не являются ни пилями, ни жгутиками, поскольку они являются продолжением клеточной мембраны и содержат цитозоль.

Prosthecates, как правило, хемоорганотрофные аэробы, которые могут расти в бедных питательными веществами средах обитания, выживать при уровнях питательных веществ порядка миллионных долей — по этой причине они часто встречаются в водных средах.Эти бактерии прикрепляются к поверхностям своими протеками, позволяя увеличить площадь поверхности для поглощения питательных веществ (и выделения продуктов жизнедеятельности). Некоторые протекаты будут расти в бедных питательными веществами почвах как аэробные гетеротрофы.

Caulobacter: важный модельный организм

Одной из примечательных групп протекатов является род Caulobacter crescentus, грамотрицательные олиготрофные бактерии, широко распространенные в пресноводных озерах и ручьях. Caulobacter — важный модельный организм для изучения регуляции клеточного цикла, асимметричного деления клеток и клеточной дифференцировки.Дочерние клетки Caulobacter имеют две очень разные формы. Одна дочерняя клетка — это мобильная «роевая» клетка, имеющая единственный жгутик на одном полюсе клетки, который обеспечивает плавательную подвижность для хемотаксиса. Другая дочерняя клетка, называемая «стебельчатая» клетка, имеет трубчатую структуру стебля, выступающую из одного полюса, на конце которого имеется липкий удерживающий материал, с помощью которого стеблевая клетка может прилипать к поверхностям. Клетки Swarmer дифференцируются в клетки стебля после короткого периода подвижности. Репликация хромосом и деление клеток происходит только на стадии стебельчатых клеток.Второе слово в его названии ( crescentus) указывает на то, что он имеет форму полумесяца; crescentin — это белок, который придает эту форму.

Caulobacter crescentus : Дочерние клетки Caulobacter имеют две очень разные формы. Одна дочерняя клетка — это мобильная «роевая» клетка, имеющая единственный жгутик на одном полюсе клетки, который обеспечивает плавательную подвижность для хемотаксиса. Другая дочерняя клетка, называемая «стеблевая» клетка, имеет трубчатую структуру стебля, выступающую из одного полюса, на конце которого имеется липкий удерживающий материал, с помощью которого стебельчатая клетка может прилипать к поверхностям.Клетки Swarmer дифференцируются в клетки стебля после короткого периода подвижности.

Гаммапротеобактерии

Gammaproteobacteria — это класс нескольких важных с медицинской, экологической и научной точек зрения групп бактерий.

Цели обучения

Классификация гаммапротеобактерий

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Гаммапротеобактерии включают в себя огромное количество важных патогенов, например Salmonella, Yersinia, Vibrio, Pseudomonas aeruginosa.
  • Как и все протеобактерии, гаммапротеобактерии являются грамотрицательными.
  • Некоторые гаммапротеобактерии являются окислителями метана, и многие из них находятся в симбиозе с животными, обитающими в геотермических источниках океана.
Ключевые термины
  • симбиоз : тесная, продолжительная ассоциация между двумя или более организмами разных видов, независимо от пользы для членов.
  • патогены : Патоген или инфекционный агент (в просторечии известный как микроб) — это микроорганизм (в самом широком смысле, такой как вирус, бактерия, прион или гриб), который вызывает заболевание у своего хозяина.Хозяином может быть животное (включая человека), растение или даже другой микроорганизм.
  • Gammaproteobacteria : Gammaproteobacteria — это класс нескольких важных с медицинской, экологической и научной точек зрения групп бактерий, таких как Enterobacteriaceae (Escherichia coli), Vibrionaceae и Pseudomonadaceae. Как и все протеобактерии, гаммапротеобактерии являются грамотрицательными.

Gammaproteobacteria — это класс нескольких важных с медицинской, экологической и научной точек зрения групп бактерий, таких как Enterobacteriaceae (Escherichia coli), Vibrionaceae и Pseudomonadaceae.Как и все протеобактерии, гаммапротеобактерии являются грамотрицательными.

Gammaproteobacteria : Просвечивающее электронно-микроскопическое изображение холерного вибриона, окрашенного отрицательно. Vibrio cholerae — это бактерия, вызывающая холеру желудочно-кишечного тракта. Чтобы заразиться холерой, бактерии должны быть способны колонизировать тонкую кишку, и критическим фактором, необходимым для этой колонизации, является совместно регулируемая токсином ворсинка (TCP). 0395 — это штамм дикого типа, демонстрирующий нормальное связывание токсин-ко-регулируемых пилусов (TCP).Пили дикого типа отчетливо видны в виде волокон длиной 7 нм, которые образуют пучки шириной 0,2-0,3 мкм и длиной 3-6 мкм.

Gammaproteobacteria включают несколько важных с медицинской и научной точки зрения групп бактерий, таких как Enterobacteriaceae, Vibrionaceae и Pseudomonadaceae. К этому классу относится ряд важных патогенов, например Salmonella spp. (энтерит и брюшной тиф), Yersinia pestis (чума), Vibrio cholerae (холера), Pseudomonas aeruginosa (инфекции легких у госпитализированных пациентов или пациентов с муковисцидозом) и Escherichia coli (пищевое отравление).

Enterobacteriaceae — это большое семейство грамотрицательных бактерий, которое включает, наряду со многими безвредными симбионтами, многие из более известных патогенов, такие как Salmonella, Escherichia coli, Yersinia pestis, Klebsiella и Shigella. К другим болезнетворным бактериям этого семейства относятся Proteus, Enterobacter, Serratia и Citrobacter. Это семейство является единственным представителем в отряде энтеробактерий класса Gammaproteobacteria в типе Proteobacteria. Филогенетически у Enterobacteriales несколько эндосимбионтов насекомых, не содержащих пептидогликанов, образуют сестринскую кладу по отношению к Enterobacteriaceae, но, поскольку они не описаны достоверно, эта группа официально не является таксоном; примерами этих видов являются Sodalis, Buchnera, Wigglesworthia, Baumannia и Blochmannia.Члены Enterobacteriaceae можно условно назвать энтеробактериями, так как некоторые из них живут в кишечнике животных. Фактически этимологией семейства является enterobacterium с суффиксом для обозначения семейства (aceae), а не после рода Enterobacter (который будет «Enterobacteraceae»), а типовым родом является Escherichia.

Члены Chromatium фотосинтезируют и окисляют сероводород вместо воды, производя серу в виде экскрементов. Некоторые гаммапротеобактерии являются окислителями метана, и многие из них находятся в симбиозе с животными, обитающими в геотермических источниках океана.

Дельтапротеобактерии

Deltaproteobacteria — это класс грамотрицательных протеобактерий.

Цели обучения

Обзор класса протеобактерий Deltaproteobacteria

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Дельтапротеобактерии составляют ветвь преимущественно аэробных родов.
  • Дельтапротеобактерии включают миксобактерии, образующие плодовые тела, которые выделяют миксоспоры в неблагоприятных условиях окружающей среды.
  • Deltaproteobacteria включает ветвь строго анаэробных родов, которая содержит большую часть известных сульфатных (Desulfovibrio, Desulfobacter, Desulfococcus, Desulfonema и т. Д.) И сероредуцирующих бактерий (например, Desulfuromonas spp.).
Ключевые термины
  • аэробный : Живет или встречается только в присутствии кислорода.
  • Дельтапротеобактерии : Дельтапротеобактерии — это класс протеобактерий. Все виды этой группы, как и все протеобактерии, грамотрицательные.
  • Грамотрицательные : грамотрицательные бактерии — это бактерии, которые не удерживают краситель кристаллического фиолетового в протоколе окрашивания по Граму. В тесте на окрашивание по Граму после кристаллического фиолетового добавляется контрастное краситель (обычно сафранин), окрашивающий все грамотрицательные бактерии в красный или розовый цвет.

Deltaproteobacteria — это класс протеобактерий. Все виды этой группы, как и все протеобактерии, грамотрицательные.

Дельтапротеобактерии : Desulfovibrio vulgaris

Дельтапротеобактерии представляют собой ветвь преимущественно аэробных родов миксобактерий, образующих плодовые тела, которые выделяют миксоспоры в неблагоприятных условиях окружающей среды.Это ветвь строго анаэробных родов, которые содержат большую часть известных сульфатных (Desulfovibrio, Desulfobacter, Desulfococcus, Desulfonema и т. Д.) И восстанавливающих серу бактерий (например, Desulfuromonas spp.) Наряду с несколькими другими анаэробными бактериями с другой физиологией (например, восстанавливающие трехвалентное железо Geobacter spp. и синтрофные Pelobacter и Syntrophus spp.). Недавно были идентифицированы патогенные внутриклеточные дельтапротеобактерии.

Миксобактерии («слизистые бактерии») — это группа бактерий, которые преимущественно живут в почве и питаются нерастворимыми органическими веществами.У миксобактерий очень большие геномы по сравнению с другими бактериями, например 9–10 миллионов нуклеотидов. Sorangium cellulosum имеет самый крупный из известных (по состоянию на 2008 г.) геном бактерий — 13,0 миллионов нуклеотидов. Миксобактерии входят в дельта-группу протеобактерий, большой таксон грамотрицательных форм.

Миксобактерии могут активно передвигаться, скользя. Обычно они путешествуют стаями (также известными как волчьи стаи), содержащими множество клеток, удерживаемых вместе межклеточными молекулярными сигналами. Индивидуумы получают выгоду от агрегации, поскольку она позволяет накапливать внеклеточные ферменты, которые используются для переваривания пищи.Это, в свою очередь, увеличивает эффективность кормления. Миксобактерии производят ряд биомедицинских и промышленных химикатов, таких как антибиотики. Они экспортируют эти химические вещества за пределы клетки.

Принятая в настоящее время таксономия основана на Списке названий прокариот, стоящих в номенклатуре (LPSN) и Национальном центре биотехнологической информации (NCBI), а филогения основана на выпуске 106 LTP на основе 16S рРНК от The All-Species Living Tree ‘ Проект.

Эпсилонпротеобактерии

Эпсилонпротеобактерии — это класс грамотрицательных протеобактерий.

Цели обучения

Определите характеристики Epsilonproteobacteria

Ключевые выводы

Ключевые моменты
  • Эпсилонпротеобактерии состоят из нескольких известных родов, в основном изогнутых до спириллоидов Wolinella spp., Helicobacter spp. И Campylobacter spp.
  • Большинство известных видов обитают в пищеварительном тракте животных и служат симбионтами (Wolinella spp. У коров) или патогенами (Helicobacter spp. В желудке, Campylobacter spp.в двенадцатиперстной кишке).
  • Также были обнаружены многочисленные экологические последовательности Epsilonproteobacteria, извлеченные из гидротермальных источников и местообитаний холодных просачиваний.
Ключевые термины
  • Грамотрицательные : грамотрицательные бактерии — это бактерии, которые не сохраняют кристаллический фиолетовый краситель в протоколе окрашивания по Граму. В тесте на окрашивание по Граму после кристаллического фиолетового добавляется контрастное краситель (обычно сафранин), окрашивающий все грамотрицательные бактерии в красный или розовый цвет.
  • симбионты : Симбиоз — это тесное и часто долгосрочное взаимодействие между двумя или более разными биологическими видами.
  • Эпсилонпротеобактерии : Эпсилонпротеобактерии — это класс протеобактерий. Все виды этого класса, как и все протеобактерии, грамотрицательные.

Эпсилонпротеобактерии — это класс протеобактерий. Все виды этого класса, как и все протеобактерии, грамотрицательные.

Epsilonproteobacteria : бактерии Campylobacter являются причиной номер один желудочно-кишечных заболеваний, связанных с пищевыми продуктами, в Соединенных Штатах.Чтобы узнать больше об этом патогене, ученые ARS секвенируют несколько геномов Campylobacter. Это изображение, полученное с помощью сканирующего электронного микроскопа, показывает характерную форму спирали или штопора клеток C. jejuni и связанных структур.

Эпсилонпротеобактерии состоят из нескольких известных родов, в основном изогнутых до спириллоидных видов Wolinella, Helicobacter spp. И Campylobacter spp. Большинство известных видов обитают в пищеварительном тракте животных и служат симбионтами (Wolinella spp. У коров) или патогенами (Helicobacter spp.в желудке Campylobacter spp. в двенадцатиперстной кишке).

Также были обнаружены многочисленные экологические последовательности Epsilonproteobacteria, извлеченные из гидротермальных источников и местообитаний холодных просачиваний. Представитель класса Epsilonproteobacteria встречается как эндосимбионт в больших жабрах глубоководной морской улитки Alviniconcha hessleri.

Часто эпсилонпротеобактерии, живущие в гидротермальных глубоководных жерлах, проявляют хемолитотрофные свойства, и они могут удовлетворить свои потребности в энергии за счет восстановления или окисления химических соединений.

Helicobacter — род грамотрицательных бактерий, обладающих характерной формой спирали. Первоначально они считались представителями рода Campylobacter, но с 1989 года были объединены в отдельный род. Род Helicobacter принадлежит к классу Epsilonproteobacteria, отряду Campylobacterales, семейству Helicobacteraceae и уже насчитывает более 35 видов.

Было обнаружено, что некоторые виды обитают в слизистой оболочке верхних отделов желудочно-кишечного тракта, а также в печени млекопитающих и некоторых птиц.Наиболее широко известный вид этого рода — H. pylori, поражающий до 50% населения. Некоторые штаммы этой бактерии патогенны для человека, так как сильно связаны с язвенной болезнью, хроническим гастритом, дуоденитом и раком желудка. Он также служит типовым видом рода.

Растение-Ризобия

Азотная фиксация

Азотфиксация — это процесс преобразования атмосферного азота в пригодную для растений форму.Эта биохимическая реакция происходит в корневых клубеньках, образованных бактериями ризобий. Бактерии ризобий превращают газообразный азот (N 2 ) в аммиак (NH 3 ), а бобовые растения снабжают бактерии углеводами в качестве источника энергии. Азот, фиксируемый бактериями, имеет ту же форму, что и в удобрении из нитрата аммония (34-0-0) и сульфата аммония (21-0-0). 2

Некоторые бобовые лучше связывают азот, чем другие. Зерновые бобовые, такие как соя, обычно хорошо фиксируют азот и могут фиксировать до 250 фунтов азота на акр. Многолетние и кормовые бобовые культуры, такие как люцерна, способны фиксировать от 250 до 500 фунтов азота на акр. Эти культуры обычно не удобряют азотными удобрениями. 3

Факторы, влияющие на количество фиксированного азота, включают: рост растений, штамм ризобий, поражающих бобовые, и количество азота в почве. Все, что снижает рост растений, например засуха или дефицит питательных веществ, также снижает фиксацию азота. Если азот доступен в почве, растение будет использовать его перед преобразованием азота из воздуха, тем самым уменьшая фиксацию азота.Доступные штаммы ризобий чрезвычайно важны, поскольку некоторые из них намного лучше фиксируют азот, чем другие.

Температура почвы также влияет на скорость связывания азота. Оптимальный диапазон температуры почвы для фиксации азота составляет от 55 ° до 80 ° F; азотфиксации не происходит, когда температура почвы 48 ° F или ниже. В идеальных условиях количество фиксированного азота может удовлетворить потребности культуры и оставить азот в почве для следующих культур. 1,2

Прививка

Большинство бобовых культур ассоциируются с определенным штаммом ризобий, который максимально усиливает азотфиксацию.Чтобы гарантировать наличие эффективного штамма ризобий при посадке бобовых, семена следует инокулировать перед посадкой. Многие почвы содержат местные штаммы бактерий ризобий, но их способность связывать азот может сильно различаться. Менее эффективные штаммы могут образовывать множество мелких узелков, но фиксировать очень мало азота, тогда как эффективные штаммы ризобий образуют меньшее количество узелков большего размера с темно-розовыми центрами, что указывает на здоровый и активный узелок. 2,3

Добавка инокулянта предлагает отобранные штаммы бактерий, которые помогают эффективно фиксировать азот.Почвы, которые в недавнем прошлом подвергались наводнениям или засухе, или которые ранее не были засеяны этим конкретным бобовым, особенно выиграют от инокуляции. Кроме того, на полях, на которых недавно выращивались определенные бобовые, могут присутствовать естественные ризобии, но они все равно выиграют от инокулированных семян, чтобы помочь максимизировать потенциал урожайности.

Инокулянт

Rhizobium содержит живые бактерии и должен храниться в соответствии с инструкциями на этикетке до момента использования. Все прививки от ризобий имеют срок годности, и их нельзя использовать или покупать, если этот срок уже прошел.Инокулянт можно добавлять в почву (прямое внесение в почву) или в семена (инокулянт, вносимый семенами). 4

Физиологические исследования азотфиксирующих бактерий рода Rhizobium

% PDF-1.7 % 1 0 объект > эндобдж 2 0 obj > поток 2018-08-14T20: 40: 51-07: 002018-08-14T20: 40: 51-07: 002018-08-14T20: 40: 51-07: 00Appligent AppendPDF Pro 5.5uuid: 62afc188-a95d-11b2-0a00- 782dad000000uuid: 62b0027b-a95d-11b2-0a00-0081fdb8fd7fapplication / pdf

  • Физиологические исследования азотфиксирующих бактерий рода Rhizobium
  • Князь 9.0, версия 5 (www.princexml.com) AppendPDF Pro 5.5 Ядро Linux 2.6 64-битная 2 октября 2014 Библиотека 10.1.0 конечный поток эндобдж 5 0 obj > эндобдж 3 0 obj > эндобдж 8 0 объект > эндобдж 9 0 объект > эндобдж 10 0 obj > эндобдж 11 0 объект > эндобдж 31 0 объект > эндобдж 32 0 объект > эндобдж 33 0 объект > эндобдж 34 0 объект > эндобдж 35 0 объект > эндобдж 56 0 объект > эндобдж 57 0 объект > эндобдж 58 0 объект > эндобдж 59 0 объект > эндобдж 60 0 объект > эндобдж 69 0 объект [71 0 R 72 0 R] эндобдж 70 0 объект > / ProcSet [/ PDF / Text / ImageB] / XObject >>> эндобдж 83 0 объект > / Filter / JBIG2Decode / Height 3346 / Interpolate true / Length 27160 / Name / im123 / Subtype / Image / Type / XObject / Width 2452 >> stream

    .

    Author: alexxlab

    Добавить комментарий

    Ваш адрес email не будет опубликован.